Metode praćenja efikasnosti sterilizacije. Kako se kontroliše sterilizacija? Metode kontrole sterilizacije medicinskih sredstava

Sterilizacija- ovo je potpuno uništenje mikroorganizama, njihovih vegetativnih oblika iz medicinskih instrumenata i medicinskih potrepština.

Sterilizaciji podliježu svi predmeti koji su bili u kontaktu s površinom rane, kontaminirani krvlju ili injekcijskim oblicima lijekova, kao i instrumenti koji pri upotrebi mogu oštetiti integritet sluzokože.

Metoda vazdušne sterilizacije(u suvoj pećnici) preporučuje se za suhe proizvode od metala, stakla i silikonske gume. Sterilizacija se vrši u ambalaži od neimpregniranog vrećastog papira, vrećastog papira vlažne čvrstoće, papira za pakovanje proizvoda na mašinama marke E i kraft papira ili bez pakovanja (u otvorenim kontejnerima).

U skladu sa OST 42-21-2-85 razlikuju se dva načina sterilizacije: 60 minuta na 180°C i 150 minuta na 160°C. Prilikom sterilizacije u komori za suho grijanje potrebno je poštovati nekoliko pravila.
1. Proizvodi koji se sterilišu stavljaju se u kabinet u količini koja omogućava slobodan dotok toplog vazduha do predmeta koji se steriliše.
2. Vrući vazduh mora biti ravnomerno raspoređen u komori za sterilizaciju.
3. Velike predmete treba staviti na gornju metalnu rešetku tako da ne ometaju protok vrućeg zraka.
4. Proizvodi koji se sterilišu moraju biti položeni vodoravno, preko žljebova kaseta, polica, ravnomjerno ih rasporediti.
5. Neprihvatljivo je puniti sterilizator na veliko. Nije dozvoljeno blokirati prozore za čišćenje i rešetku ventilatora.
6. Da bi kontrolisala nivo temperature, medicinska sestra stavlja bočicu saharoze u orman: na temperaturi od 180°C, za 60 minuta bi trebalo da se pretvori iz belog kristalnog praha u tamno smeđu masu. Možete koristiti termo indikatorsku traku koja mijenja svoju boju.

Nakon sterilizacije u otvorenom kontejneru, medicinski instrumenti se ne skladište, već se odmah koriste. Rastavljene šprice i dvije igle stavljaju se u kraft vrećice od pergamenta ili vlažnog papira. Slobodni kraj vrećice je dva puta uvučen i zapečaćen. Na pakovanju je naznačen kapacitet šprica i datum sterilizacije. Sterilnost u kraft vrećama se održava 3 dana.

Metoda sterilizacije parom. Kod parne metode (autoklaviranje) sterilizacija se vrši vlažnim vazduhom (parom) pod povišenim pritiskom u specijalnim parnim sterilizatorima (autoklavima). U skladu sa OST 42-21-2-85, postoje dva načina sterilizacije:
1) 2 atm - 132 °C - 20 min - preporučuje se za proizvode od metala otpornog na koroziju, stakla, tekstilnih materijala;
2) 1,1 atm - 120°C - 45 min - preporučuje se za gumene proizvode (kateteri, sonde, rukavice), lateks i neke polimerne materijale (polietilen visoke gustine, polivinil hlorid).
Gumene rukavice se pre sterilizacije posipaju talkom kako bi se spriječilo lijepljenje. Gaza se polaže između rukavica i svaki par se posebno umota. Sterilizovani materijali se čuvaju u kraft vrećama, dvoslojnoj kaliko ambalaži ili sterilizacionim kutijama sa filterom (biks) ne duže od 3 dana.
Materijal se stavlja u bix tokom sterilizacije parom pod pritiskom i skladištenja nakon sterilizacije zavoja, posteljine, špriceva ili gumenih proizvoda (rukavice, sistemi za transfuziju infuzionih rastvora). Rezni instrumenti, uređaji sa optičkim sistemom ne smeju se sterilisati parom pod pritiskom.
Označavanje u Bix-u se vrši određenim redoslijedom.
1. Gurnite zavoj unazad, otvorite bočne rupe biksa.
2. Obrišite površinu bixa iznutra i spolja krpom navlaženom u 0,5% rastvoru amonijaka.
3. Obložite dno i zidove bixa pelenom.
4. Traženi materijal se polaže labavo određenim redoslijedom: u vertikalnom položaju, u slojevima ili sektorima.
5. Bočica sa malom količinom benzojeve kiseline ili nekog drugog indikatora stavlja se u sredinu biksa radi kontrole sterilnosti.
6. Uglovi pelene zatvorite sadržaj biksa, stavite još jednu bočicu sa indikatorom, na vrh nekoliko gaznih salveta.
7. Čvrsto zatvorite poklopac biksa i za njegovu ručku zavežite žig od uljane tkanine na kojem je naznačen broj pregrade, broj i naziv predmeta u bixu.
8. Nakon sterilizacije, bočne rupe bixa se zatvaraju.
Prilikom prijema biksa obratite pažnju na njegovu pripadnost, datum sterilizacije i temperaturu. Sterilni biksi se čuvaju u kutijama. Neotvoreni bix bez filtera sterilan je 3 dana. Ako se bix otvori kako bi se uklonio dio materijala, onda se preostali materijal smatra relativno sterilnim tokom radne smjene. Treba imati na umu da u biksu sa sterilnim materijalom bočne rupe moraju biti zatvorene, a kod nesterilnog materijala otvorene.

Kvaliteta autoklaviranja se provjerava benzojevom kiselinom. U autoklav se stavlja boca sa kristalima benzojeve kiseline, koja se topi na temperaturi od 132°C i pritisku od 2 atm za 20 minuta. Možete koristiti termalnu indikatorsku traku koja mijenja boju u ovom načinu rada.

Metoda hemijske sterilizacije(upotreba hemijskih dezinficijensa i antiseptika). Ova metoda se koristi za proizvode od polimernih materijala, gume, stakla i metala. Sterilizacija se vrši u zatvorenim posudama od stakla, plastike ili emajlirane (emajl mora biti neoštećen) sa proizvodom potpuno uronjenim u rastvor. Nakon toga proizvod se ispere sterilnom vodom. Sterilizovani proizvod se čuva u sterilnoj posudi (kutiji za sterilizaciju) obloženom sterilnom čaršavom 3 dana. Za hemijsku sterilizaciju u skladu sa OST 42-21-2-85 koriste se sljedeći načini:
1) 6% rastvor vodonik peroksida:
na 18°C ​​360 minuta;
50 °C 180 min;
2) 1% rastvor deoksona-1 na 18 °C tokom 45 minuta.

Pridržavajte se pravila hemijske sterilizacije.
1. Temperatura rastvora tokom procesa sterilizacije se ne održava.
2. Rastvor vodonik peroksida može se koristiti u roku od 7 dana od datuma pripreme ako se čuva u zatvorenoj posudi na tamnom mestu. Nadalje, rješenje se može koristiti samo
podliježe kontroli sadržaja aktivnih supstanci.
3. Deoxon-1 rastvor se može iskoristiti u roku od 1 dana.
4. Rastvori za sterilizaciju se koriste jednokratno.

Kao modifikacija hemijske metode sterilizacije, koriste se metode obrade medicinskih sredstava gasovima ili parama hemijskih jedinjenja.
U skladu sa OST 42-21-2-85, predviđene su tri metode hemijske (gasne) sterilizacije.
Smjesa OB (etilen oksida sa metil bromidom u omjeru 1,0:2,5). Metoda je pogodna za sterilizaciju proizvoda od polimernih materijala, gume, stakla, metala, pejsmejkera,
medicinska optika.
Sterilizacija se vrši u gasnom sterilizatoru, MI mikroanaerostat. Proizvodi se nakon predsterilizacijskog tretmana suše na sobnoj temperaturi ili na temperaturi od 35°C dok ne nestane vidljiva vlaga, nakon čega se pakuju nesastavljeni. Steriliziraju se u pakovanju od dva sloja polietilenske folije debljine 0,06 - 0,20 mm, pergamenta, neimpregniranog kese papira, mokrog kese papira, papira
za pakovanje proizvoda na mašinama marke E na 55°C u trajanju od 240 - 360 minuta. Rok trajanja proizvoda sterilisanih u ambalaži od polietilenske folije je 5 godina,
u pergamentu ili papiru - 20 dana.

Sterilizacija mješavinom vodene pare i formaldehida. Izvodi se u posebnim stacionarnim formalinskim sterilizatorima. Metoda je pogodna za proizvode od gume, polimernih materijala, metala i stakla. Sterilizacija se vrši u pakovanju od polietilena debljine 0,06 - 0,20 mm, pergamenta ili kraft papira.
Rastvor formalina (za formaldehid) se koristi kao sredstvo za sterilizaciju. Način sterilizacije - 300 min na 75 °C.
Za neutralizaciju formaldehida koristi se 23-25% vodena otopina amonijaka. Rok trajanja proizvoda steriliziranih u ambalaži od polietilenske folije je 5 godina, pergamentne ili kraft papirne ambalaže - 21 dan.

Formaldehid iz paraformaldehida. Sterilizacija se vrši u komorama od pleksiglasa (odnos površine poda komore i njene zapremine je 1:20), koje imaju perforiranu policu sa rupama prečnika 0,6 - 0,7 cm (jedna rupa na 1 cm 2 ). Na dnu komore ravnomjerno je raspoređen sloj paraformaldehida debljine 1 cm. Polica je postavljena na visini od 2 cm od površine. Metoda se preporučuje za alate za rezanje potpuno metalnih nehrđajućih čelika.
Sterilizacija se vrši bez pakovanja, stavljajući proizvode na perforiranu policu u najviše dva sloja u međusobno okomitim smjerovima.
Koriste se dva načina sterilizacije: 300 minuta na 22°C ili 360 minuta na 14°C. Rok trajanja steriliziranih proizvoda u sterilnoj posudi (kutiji za sterilizaciju) obloženom sterilnom čaršavom je 3 dana.

Zračenje, zračna metoda sterilizacije(upotreba jonizujućeg zračenja). Za sterilizaciju čvrstih predmeta koji se zagrijavanjem propadaju (neke plastike, elektronska oprema itd.) može se koristiti tzv. zračna ili radijaciona sterilizacija (obično se koristi jonizujuće γ-zračenje u dozama od 3-10 miliona rad-a). Ova metoda sterilizacije se obično koristi u tvornici za industrijsku proizvodnju sterilnih medicinskih proizvoda (na primjer, špriceva za jednokratnu upotrebu).

Zavod za opštu higijenu sa ekologijom

Isakhanov A.L., Gavrilova Yu.A.

OČUVANJE HRANE I NJENA HIGIJENSKA PROCJENA

Tutorial u disciplini "Higijena"

Na smjeru obuke "Pedijatrija"

Isakhanov Aleksandar Levanovič, šef Katedre za opštu higijenu sa ekologijom, vanredni profesor, kandidat medicinskih nauka

Gavrilova Yuliya Alexandrovna, viši predavač Katedre za opštu higijenu sa ekologijom, kandidat medicinskih nauka

Recenzenti:

Solovjov Viktor Aleksandrovič, šef Odeljenja za obuku za mobilizaciju zdravstvene zaštite i medicine katastrofa, YSMU Ministarstva zdravlja Rusije

Khudoyan Zadine Gurgenovna, vanredni profesor Katedre za zarazne bolesti, epidemiologiju i dječje infekcije, kandidat medicinskih nauka

Isakhanov A.L., Gavrilova Yu.A. Čuvanje hrane i njena higijenska procjena. - Jaroslavlj, YaGMU, 2017. - 68 str.

Priručnik za obuku iznosi glavne teorijske aspekte metoda čuvanja hrane i njihovu higijensku procjenu, razmatra pitanja za samopripremu i diskusiju, materijal za praktičnu nastavu na temu: „Higijenska procjena metoda konzerviranja hrane“.

Nastavno sredstvo je namijenjeno studentima medicinskih fakulteta koji studiraju na specijalnosti "Pedijatrija" , izučavajući disciplinu "Higijena".

Odobreno za štampanje od strane UMU 16. oktobra 2017. godine

© Isakhanov A.L., Gavrilova Yu.A., 2017

©Jaroslavski državni medicinski univerzitet, 2017

Uvod 4

1. Očuvanje hrane. Klasifikacija

metode konzerviranja prema K.S. Petrovski 6

Očuvanje izlaganjem temperaturi

faktori. Konzerviranje sa visokom temperaturom 9

Konzerviranje sa niskom temperaturom 19

Konzerviranje sa UHF 22 poljem

Konzerviranje dehidracijom (sušenjem) 24

Konzerviranje jonizujućim zračenjem 27

Očuvanje promjenom svojstava medija 31

Očuvanje promjenom (povećavanjem) osmotske 31

pritisak

Konzervacija promjenom koncentracije vodikovih jona 34

Konzerviranje hemikalijama 36

Kombinovane metode čuvanja 53

Konzervirano istraživanje 59

Dodatak 63

Pitanja za samostalno učenje i diskusiju na praktičnoj lekciji 63

Zadaci u formi testa za samokontrolu 64

Standardi za zadatke u formi testa za samokontrolu 66

Literatura 67

UVOD

Vrši se pravno uređenje odnosa u oblasti osiguranja kvaliteta i bezbjednosti prehrambenih proizvoda Federalni zakon br. 29-FZ "O kvaliteti i sigurnosti prehrambenih proizvoda" 2. januara 2000 (sa izmjenama i dopunama od 13.07.2015.), drugi savezni zakoni i drugi regulatorni pravni akti Ruske Federacije doneseni u skladu s njima.

Kontrola kvaliteta i ispravnosti prehrambenih proizvoda, koji određuju zdravlje stanovništva i životni vijek, jedan je od zadataka Državnog sanitarno-epidemiološkog nadzora.

Čak iu davna vremena ljudi su znali nekoliko načina za čuvanje hrane: zamrzavanje, sušenje, soljenje, kiseljenje. Sve ove metode zasnivale su se na lišavanju mikroorganizama barem jednog od uslova za njihovo normalno postojanje.

Najmlađi način konzervacije je sterilizacija (upotreba visokih temperatura) - stara je oko 200 godina. Izumitelj ove metode bio je francuski naučnik Gornji. Njegovo otkriće dugo bi bilo nepoznato, ali tokom Napoleonovog rata postojala je hitna potreba za vojskom u svježoj hrani, a ne samo u sušenom obliku. Stoga je raspisan konkurs za proizvodnju prehrambenih proizvoda koji bi dugo zadržali izvorna svojstva i mogli bi se koristiti na terenu. Na ovom takmičenju učestvovao je i kraljevski kuvar Apper.

Suština njegovog otkrića bila je sljedeća: stakleno posuđe je napunjeno proizvodom, začepljeno, vezano jakom žicom, zatim stavljeno u vodeno kupatilo, gdje je kuhano određeno vrijeme.

Među članovima komisije bio je i izvanredni hemičar Gay-Lussac. Specijalizirao se za proučavanje svojstava plinova. I sa te tačke gledišta je pristupio ovoj tehnologiji. Analizirao je prazan prostor kontejnera, nije našao vazduh i zaključio da se konzervirana hrana dugo čuva jer u limenkama nema kiseonika. Da je kvarenje hrane uzrokovano mikroorganizmima, saznat će se tek nakon pola stoljeća iz radova Louisa Pasteura. Godine 1812. Upper je prvi organizovao Kuću Gornje, gdje se proizvodila konzervirana hrana od zelenog graška, paradajza, pasulja, kajsija, trešanja u obliku sokova, supa, čorba.

U početku se konzervirana hrana proizvodila samo u staklenim posudama. Limena ambalaža pojavila se 1820. godine u Engleskoj. Korištenje autoklava pod pritiskom za sterilizaciju neki istoričari također pripisuju Upperu. Drugi vjeruju da je ovaj metod predložio brže 1839. godine i Isaac Zinslow 1843. godine.

Istovremeno, u Rusiji se bavio problemima konzerviranja V. N. Karozin. Razvio je tehnologiju suhih prahova od raznih biljnih proizvoda i sokova. U Rusiji je prvu tvornicu konzervi za preradu zelenog graška organizirao 1875. godine u Jaroslavskoj guberniji Francuz Malon. Otprilike u isto vrijeme u Simferopolju se pojavila tvornica za proizvodnju džema i voća za konzerviranje. Ova preduzeća za konzerviranje radila su 3-4 mjeseca godišnje.

Svrha ovog vodiča: otkriti higijenske i ekološke aspekte metoda konzerviranja hrane kao faktora očuvanja njihovih nutritivnih svojstava, osigurati adekvatnu ishranu stanovništva, osmišljenu da osigura normalan rast, razvoj organizma, visok nivo njegovih performansi i optimalan život ljudi očekivanje.

Pred budućim doktorima je zadatak proučavanja problema vezanih za uticaj metoda konzerviranja na očuvanje osnovnih svojstava prehrambenih proizvoda kao faktora koji utiče na zdravlje pojedinca i stanovništva u cjelini.

Rad sa materijalom ovog priručnika formira profesionalne i opšte stručne kompetencije učenika: GPC-5 (sposobnost i spremnost da analiziraju rezultate sopstvenih aktivnosti radi sprečavanja profesionalnih grešaka) i PC-1 (sposobnost i spremnost za implementaciju skup mjera usmjerenih na očuvanje i jačanje zdravlja, uključujući formiranje zdravog načina života, prevenciju nastanka i (ili) širenja bolesti...).

1. OČUVANJE HRANE. KLASIFIKACIJA METODA OČUVANJA

PO K.S. PETROVSKY

konzerviranu hranu(od lat. conserve - sačuvati) - to su prehrambeni proizvodi biljnog ili životinjskog porijekla, posebno obrađeni i pogodni za dugotrajno skladištenje.

konzerviranje- to je tehnička obrada prehrambenih proizvoda (konzervirana hrana), kako bi se inhibirala vitalna aktivnost mikroorganizama kako bi se zaštitili od kvarenja tokom dugotrajnog (u poređenju sa konvencionalnim proizvodima ovih grupa) skladištenja.

Kvarenje je uzrokovano uglavnom vitalnom aktivnošću mikroorganizama, kao i nepoželjnom aktivnošću određenih enzima koji čine same proizvode. Svi načini konzerviranja svode se na uništavanje mikroba i uništavanje enzima, odnosno na stvaranje nepovoljnih uslova za njihovo djelovanje.

Konzervirana hrana zauzima istaknuto mjesto u ishrani stanovništva u svim zemljama.

Razvoj konzerviranja hrane omogućava minimiziranje sezonskih uticaja i pružanje raznovrsne ponude prehrambenih proizvoda tokom cijele godine, posebno povrća, voća, bobičastog voća i njihovih sokova.

Visok nivo razvoja konzerviranja omogućava transport hrane na velike udaljenosti i na taj način čini rijetke proizvode dostupnim za ishranu u svim zemljama, bez obzira na udaljenost i klimatske uslove.

Široki razvoj konzerviranja hrane olakšan je tehničkim napretkom u tehnologiji proizvodnje konzervirane hrane, kao i istraživanjem, naučnim razvojem i uvođenjem u praksu novih, visoko efikasnih metoda.

Karakteristika ovih metoda je visoka efikasnost, koja se izražava u kombinaciji visoke stabilnosti pri dugotrajnom skladištenju uz maksimalno očuvanje prirodnih nutritivnih, ukusnih i bioloških svojstava konzerviranih proizvoda.

Metode konzerviranja koje se koriste u savremenim uslovima, kao i metode prerade proizvoda za produženje njihovog roka trajanja, mogu se sistematizirati u sljedećem obliku (prema K.S. Petrovsky).

A. Očuvanje uticajem temperaturnih faktora.

1. Očuvanje na visokim temperaturama:

a) sterilizacija;

b) pasterizacija.

2. Očuvanje na niskim temperaturama:

a) hlađenje;

b) smrzavanje.

3. Očuvanje ultravisokim frekventnim poljem.

B. Konzerviranje dehidracijom (sušenjem).

1. Dehidracija (sušenje) pod uslovima atmosferskog pritiska:

a) prirodno, solarno sušenje;

b) vještačko (komorno) sušenje - mlaz, sprej, film.

2. Dehidracija u vakuumskim uslovima:

a) sušenje u vakuumu;

b) sušenje zamrzavanjem (liofilizacija).

B. Očuvanje jonizujućim zračenjem.

1. Radaperizacija.

2. Radurizacija.

3. Zračenje.

D. Očuvanje promjenom svojstava okoliša.

1. Povećanje osmotskog pritiska:

a) konzerviranje solju;

b) konzerviranje šećera.

2. Povećanje koncentracije vodikovih jona:

a) kiseljenje

b) fermentacija.

D. Konzerviranje hemikalijama.

1. Konzervacija antisepticima.

2. Konzervacija antibioticima.

3. Upotreba antioksidansa.

E. Kombinirane metode konzerviranja.

1. Pušenje.

2. Rezervacija.

Iz gornje klasifikacije može se vidjeti da za konzerviranje proizvoda postoji dovoljan broj metoda konzerviranja koji im omogućavaju dugotrajno očuvanje uz najmanje promjene u kemijskom sastavu i minimalnu bakterijsku kontaminaciju.

2. OČUVANJE UTICAJOM TEMPERATURNIH FAKTORA: KONZERVACIJA HRANE KORIŠTENJEM VISOKE TEMPERATURE

Konzerviranje na visokim temperaturama jedna je od najčešćih metoda. Upotreba odgovarajućih nivoa i režima temperature u svrhu konzerviranja zasniva se na naučnim podacima o otpornosti različitih vrsta mikroorganizama na dejstvo temperature. Na temperaturi od 60°C većina vegetativnih oblika mikroorganizama umire u roku od 1-10 min. Međutim, postoje termofilne bakterije koje mogu preživjeti na temperaturama do 80 °C.

Uništavanje vegetativnih oblika i spora bakterija za direktnu konzumaciju proizvoda može se provesti kuhanjem i autoklaviranjem.

Vrenje (100°C). U roku od nekoliko minuta, ključanje proizvoda je pogubno za vegetativne oblike svih vrsta mikroorganizama. Značajna otpornost na visoke temperature sporova bakterije. Njihova inaktivacija zahtijeva ključanje 2-3 sata ili više (na primjer, spore Cl. botulinum umiru na 100 °C 5-6 sati).

Autoklaviranje (120°C ili više). Kako bi se ubrzala smrt spora se koristi višim temperaturama iznad tačke ključanja. grijanje u autoklavi kod povišenog pritiska omogućava vam da podignete temperaturu u njima na 120°C i više. Autoklaviranjem spore je moguće inaktivirati u roku od 30 minuta do 1 sata.Međutim, postoje spore visoke otpornosti (npr. Cl. botulinum tip A) koje zahtijevaju duže autoklaviranje da bi se inaktivirale.

Konzerviranje na visokim temperaturama vrši se metodama sterilizacije i pasterizacije.

Sterilizacija. Ova metoda omogućava oslobađanje proizvoda od svih oblika mikroorganizama, uključujući spore. Da bi se osigurao pouzdan sterilizacijski učinak, važan je stupanj početne bakterijske kontaminacije konzerviranog proizvoda prije sterilizacije i pridržavanje režima sterilizacije. Što je sterilizirani proizvod više kontaminiran, to je vjerojatnije prisustvo oblika mikroorganizama otpornih na toplinu (spore) i njihov opstanak u procesu sterilizacije.

Način sterilizacije postavlja se na osnovu posebne formule, koja se razvija uzimajući u obzir vrstu konzervirane hrane, toplinsku provodljivost konzerviranog proizvoda, njegovu kiselost, stupanj kontaminacije sirovina, veličinu limenki , itd. Ovisno o ovim pokazateljima određuje se temperatura i trajanje sterilizacije.

Prilikom konzervisanja metodom sterilizacija Koriste se prilično intenzivni (iznad 100 °C) i dugotrajni (više od 30 min) temperaturni efekti. Obično se konzerviranje odvija na 108-120°C u trajanju od 40-90 minuta.

Takvi režimi dovode do značajnih strukturne promjene u tvari konzerviranog proizvoda, promjene u njegovom hemijskom sastavu, uništavanje vitamina i enzima, promjene organoleptičkih svojstava. Visokotemperaturna sterilizacija metoda konzerviranja osigurava dugotrajno skladištenje konzervirane hrane.

Što se tiče tekućih proizvoda (mlijeko, itd.), koriste se posebne metode brze visokotemperaturne sterilizacije.

Tindalizacija. Ovo je metoda frakcijske sterilizacije koja se sastoji u ponovljenom izlaganju predmeta koji se steriliziraju na temperaturi od 100°C tečnom parom u intervalu od 24 sata.

Između zagrevanja, objekti se drže u uslovima pogodnim za klijanje spora na temperaturi od 25-37°C.

Rice. 1. John Tyndall

Na ovoj temperaturi, spore se pretvaraju u vegetativne ćelije, koje brzo umiru sljedeći put kada se materijal zagrije na 100°C.

Tindalizaciju kao metodu razvio je engleski fizičar John Tyndall 1820-1893 (slika 1). Uglavnom se koristi za sterilizaciju tečnosti i prehrambenih proizvoda koji se kvare na temperaturama iznad 100°C, za sterilizaciju lekova u farmaceutskim postrojenjima za sterilizaciju rastvora nekih termolabilnih lekova proizvedenih u ampulama, u mikrobiologiji za sterilizaciju nekih hranljivih materija. medija, kao i za tzv. vruće konzerviranje prehrambenih proizvoda u posebnim aparatima sa regulatorima temperature (sl. 2).

Tindalizacija se izvodi na sljedeće načine:

a) tri do četiri puta na temperaturi od 100°C po 20-30 minuta;

6) tri puta - na temperaturi od 70-80 ° C tokom jednog sata;

c) pet puta - na temperaturi od 60-65 °C tokom jednog sata.

Rice. 2. Tindalizer

Kontrola efikasnosti sterilizacije

Mikrobiološka kontrola izvode se prije i poslije sterilizacije. Selektivnim bakteriološkim studijama koje se provode prije sterilizacije nastoje se utvrditi stupanj bakterijske kontaminacije steriliziranog proizvoda i, ako se poveća, utvrditi razlozi za to. Nakon sterilizacije provode se bakteriološke studije kako bi se identificirala rezidualna mikroflora. Otkrivanje određenih vrsta sporonosnih mikroorganizama (B. subtilis, B. tesentericus i dr.) nije razlog za odbijanje konzervirane hrane, jer su najčešće spore ovih bakterija u stanju suspendirane animacije.

Za ispitivanje efikasnosti sterilizacije može se koristiti metoda selektivnog termostatskog izlaganja, koja se sastoji u tome da se konzervirana hrana odabrana iz serije čuva u termostatskoj komori na temperaturi od 37°C 10 dana tokom 100 dana. Ako u konzerviranoj hrani postoji zaostala mikroflora koja je zadržala održivost, ona klija, izaziva kvarenje konzervirane hrane, praćeno bombardovanje(oticanje banke). Međutim, razvoj nekih vrsta mikroorganizama nije praćen stvaranjem plina, pa stoga nema bombardiranja, a ova nekvalitetna konzervirana hrana se ne odbacuje. Dakle, termostatsko izlaganje ne otkriva u svim slučajevima lošu kvalitetu konzervirane hrane.

Najvažniji uslov za održavanje dobrog kvaliteta konzervirane hrane je zategnutost. Potonje se provjerava u fabrici u posebnom aparatu Bombago. Tegla se stavlja u hermetički zatvoren rezervoar aparata napunjen prokuhanom vodom iz kojeg se vakuum pumpom ispumpava vazduh. Istovremeno, zrak iz nezatvorene limenke počinje ulaziti u vodu u obliku curenja mjehurića, što ukazuje na nedostatak nepropusnosti proizvoda.

Pasterizacija.

Ovo je metoda dezinfekcije organskih tekućina zagrijavanjem na temperature ispod 100°C, kada umiru samo vegetativni oblici mikroorganizama.

Tehnologiju je sredinom 19. veka predložio francuski mikrobiolog (slika 3) Louis Pasteur. 1860-ih godina Louis Pasteur je otkrio da se kvarenje vina i piva može spriječiti zagrijavanjem pića na 56°C.

Rice. 3. Louis Pasteur

Široko se koristi pasterizacija prehrambenih proizvoda čija se kvaliteta i organoleptička svojstva značajno smanjuju kada se zagriju iznad 100° (na primjer, pasterizacija mlijeka, vrhnja, voća, voćnih i bobičastih sokova i drugih, uglavnom tekućih, prehrambenih proizvoda) . Istovremeno, proizvodi se oslobađaju od patogenih mikroorganizama koji ne nose spore, kvasca, plijesni (mikrobna kontaminacija je smanjena za 99-99,5%).

Efekat pasterizacije može se postići na nižoj temperaturi i manjem izlaganju nego tokom sterilizacije, pa je proizvod tokom pasterizacije izložen minimalnim štetnim temperaturnim uticajima, što omogućava skoro potpuno očuvanje njegovih bioloških, ukusnih i drugih prirodnih svojstava.

Ova metoda se koristi samo za deaktivaciju vegetativno oblici mikroorganizama, što rezultira ne toliko produženjem roka trajanja proizvoda koliko njihovim oslobađanjem od održivih patogenih mikroorganizama enterično-tifusna grupa, mikobakterija tuberkuloze i bacil bruceloze i neki drugi patogeni.

Pasterizacija je jedan od najboljih načina za čuvanje voća i povrća kod kuće. Omogućava minimiziranje gubitka vitamina i neželjenih promjena u okusu i izgledu proizvoda. Osim toga, proizvod postaje djelomično ili potpuno spreman za upotrebu bez dodatnog kuhanja. Za poređenje metoda čuvanja na visokim temperaturama, pogledajte tabelu 1.

Tabela broj 1.

Uporedne karakteristike metoda konzerviranja na visokim temperaturama

Metoda	t °S	Vrijeme	Predmet uticaja	Negativna svojstva metode	Svojstva pozitivne metode	konzerviranu hranu
Vrenje	100°C	2 - 3 min. 2 do 6 sati	Vegetativni oblici spora	Privremeni efekat. Potrebno je produženo ključanje da bi se ubile spore	Brzi rezultat	Bilo koja hrana koja se priprema kod kuće ili u bilo kojem ugostiteljskom objektu
Autoklaviranje	120°S i više	od 30 do 60 min.	Vegetativni oblici, spore	Povećana opasnost od eksplozije sistema	Vegetativni oblici, spore se uništavaju, svježina proizvoda je očuvana	Obloge, donje rublje, oprema, rješenja, upakovana konzervirana hrana
Sterilizacija Tindalizacija	od 108 do 120°C 100°C 25-37°C	40-90 min.	Vegetativni oblici	Promjene u strukturi tvari proizvoda, njegovog hemijskog sastava, organoleptike, uništavanja vitamina, enzima	Dugotrajno skladištenje konzervirane hrane	Mlijeko, meso, riba
Pasterizacija	od 65 do 90°S	1-20 min.	Vegetativni oblici	Kratak rok trajanja proizvoda, ne ubija spore	Očuvanje vitamina, hemijskog sastava, ukusa proizvoda	Mlijeko, sokovi od voća i povrća

U zavisnosti od temperaturnog režima razlikuju se niska i visoka pasterizacija (tabela br. 2).

Tabela broj 2

Vrste pasterizacije u zavisnosti od temperature

Niska pasterizacija (duga) vrši se na temperaturi koja ne prelazi 65 °C. Na temperaturi od 63–65 °C većina vegetativnih oblika mikroorganizama koji ne nose spore umire u prvih 10 minuta. Praktično niska pasterizacija se provodi uz određenu marginu garancije od najmanje 20 minuta, odnosno unutar 30-40 minuta.

Visoka pasterizacija (kratka) je kratkotrajan (ne više od 1 min) uticaj na pasterizovani proizvod visoke temperature ( 85–90 °S), koji je prilično efikasan protiv patogene mikroflore koja ne nosi spore, a istovremeno ne povlači značajne promjene u prirodnim svojstvima pasteriziranih proizvoda. Pasterizacija se uglavnom primjenjuje na tečne prehrambene proizvode, uglavnom na mlijeko, sokove od voća i povrća itd.

Instant pasterizacija (na 98 °C nekoliko sekundi).

U industrijskim uslovima, različiti načini pasterizacije se koriste u specijalizovanoj instalaciji (slika 4).

Rice. 4. Pasterizator za mlijeko

UHT proizvodi se zagrijavanjem proizvoda nekoliko sekundi na temperaturu iznad 100°C. Sada se ultrapasterizacija koristi za postizanje dugotrajnog skladištenja mlijeka. Istovremeno, mlijeko se zagrijava na temperaturu od 132°C u trajanju od jedne sekunde, što omogućava skladištenje upakovanog mlijeka nekoliko mjeseci.

Postoje dvije metode ultrapasterizacije:

1. kontakt tekućine sa zagrijanom površinom na temperaturi od 125–140 °C

2. direktno mešanje sterilne pare na temperaturama od 135-140 °C

U literaturi na engleskom jeziku ova metoda pasterizacije naziva se UHT - Ultra-hightemperaturna obrada, u literaturi na ruskom jeziku koristi se izraz "aseptična pasterizacija".

Pasterizacija kod kuće izvode se u vodenom kupatilu, za koje uzimaju rezervoar sa širokim dnom, u koji se može staviti nekoliko boca iste veličine.

Na dno se postavlja dodatno drveno ili metalno dno (visine 2,5-3 cm) sa rupama, odozgo prekriveno krpom.

Zatim se voda sipa u vodeno kupatilo. Njegov nivo zavisi od načina zatvaranja. U jednom kontejneru konzervirana hrana se pasterizira u posudama samo jedne veličine. Također treba imati na umu da limenke ili boce ne smiju doći u dodir jedna s drugom i s metalnim dijelovima spremnika.

Kako stakleno posuđe ne bi pucalo, temperatura vode ne smije biti viša od temperature konzervirane hrane. Da bi se smanjilo vrijeme zagrijavanja vode do temperature pasterizacije i brzo uništili enzimi, voće i povrće se prelije vrućim sirupom ili nadjevom 1-2 cm ispod ivica vrata.

Trajanje zagrevanja vode ne bi trebalo da bude duže od 15 minuta za tegle i flaše od pola litra, 20 minuta za flaše od jednog i dva litra, 25 minuta za boce od tri litre.

Nakon završetka procesa pasterizacije ili sterilizacije, tegle i boce se posebnom stezaljkom vade iz vode. Ako se koriste krimpirani metalni poklopci, onda oni zatvaraju limenke s njima pomoću ručne mašine za šivanje. Zatvorene limenke se nekoliko puta kotrljaju po stolu i stavljaju naopačke dok se potpuno ne ohlade.

Posebna vrsta toplotne sterilizacije - vruće punjenje. Proizvod se zagrije do ključanja, odmah sipa u sterilnu zagrijanu posudu i zatvori. U posudi dovoljnog kapaciteta (2-3 l), rezerva toplote u vrućem proizvodu je dovoljna da se dobije efekat pasterizacije.

Kada se limenke ohlade, uklonite stezaljke i provjerite čvrstoću zatvarača. Ako zrak uđe u teglu kroz brtvu, čuje se karakteristično šištanje. Pjena se stvara u blizini mjesta gdje zrak ulazi u teglu. Nakon nekog vremena ovi poklopci se lako otvaraju. U tom slučaju se utvrđuje i otklanja uzrok kvara.

Polietilenski poklopci se prethodno drže nekoliko minuta u kipućoj vodi, a zatim se njima zatvaraju vruće staklene tegle.

OČUVANJE KORIŠĆENJEM NISKE TEMPERATURE

Konzerviranje na niskim temperaturama jedna je od najboljih metoda za dugotrajno čuvanje kvarljivih proizvoda uz minimalne promjene njihovih prirodnih svojstava i relativno male gubitke bioloških komponenti - vitamina, enzima itd. Otpornost mikroorganizama na niske temperature kod različitih vrsta mikrobi je drugačiji. Na temperaturi od 2°C i niže, razvoj većine mikroorganizama prestaje.

Uz to, postoje i takvi mikroorganizmi (psihrofili) koji se mogu razviti na niskim temperaturama (od -5 do -10 °C). To uključuje mnoge gljive i plijesni. Niske temperature ne uzrokuju smrt mikroorganizama, već samo usporavaju ili potpuno zaustavljaju njihov rast. Mnogi patogeni mikrobi, uključujući i nesporne oblike (tifusne bacile, stafilokoke, pojedini predstavnici salmonele, itd.), mogu preživjeti u smrznutoj hrani nekoliko mjeseci. Eksperimentalno je utvrđeno da pri skladištenju kvarljivih proizvoda, kao što je meso, na temperaturi od (-6°C), broj bakterija polako opada u roku od 90 dana. Nakon ovog perioda počinje se povećavati, što ukazuje na početak procesa rasta bakterija. Prilikom dugotrajnog skladištenja (6 mjeseci i više) u frižiderima potrebno je održavati temperaturu koja nije viša (-12 °C). Užeglost masti u uskladištenoj masnoj hrani može se sprečiti snižavanjem temperature na (-30°C). Konzerviranje na niskim temperaturama može se izvršiti hlađenje i zamrzavanje.

Hlađenje. Predviđeno je da se u debljini proizvoda obezbedi temperatura u rasponu od 0 - 4°S. Istovremeno, temperatura se u komorama održava od 0 do 2°C pri relativnoj vlažnosti ne većoj od 85%. Konzerviranje hlađenjem usporava razvoj proizvoda bez spora mikroflore, kao i ograničiti intenzitet autolitičkih i oksidativnih procesa do 20 dana. Meso je najčešće rashlađeno. Rashlađeno meso je najbolja vrsta mesa namijenjena prodaji u trgovačkoj mreži.

Zamrzavanje. Prilikom zamrzavanja u ćelijama i tkivima konzerviranih proizvoda dolazi do značajnih strukturnih promjena povezanih s stvaranjem u protoplazmi. kristali leda i povećani intracelularni pritisak. U nekim slučajevima ove promjene su nepovratne i smrznuti proizvodi (nakon odmrzavanja) se oštro razlikuju od svježih. Dobivanje proizvoda s najmanje strukturnih promjena i maksimalnom reverzibilnošću moguće je samo sa "Brzo zamrzavanje" Povećanje brzine zamrzavanja jedan je od glavnih faktora u osiguravanju visokog kvaliteta smrznutih namirnica. Što je veća brzina smrzavanja, to je manja veličina formiranih kristala leda i veći je njihov broj.

Ovi mali kristali su ravnomjernije raspoređeni u mišićnom tkivu, stvaraju veliku površinu kontakta sa koloidima i ne deformiraju ćelije. Kada se takvi proizvodi odmrzavaju, postiže se najveća reverzibilnost procesa smrzavanja i najpotpuniji povratak vode u okolne koloide. Osim toga, vitamini se dobro čuvaju u brzo smrznutoj hrani. Prilikom sporog zamrzavanja dolazi do nepovratnih strukturnih promjena zbog stvaranja velikih kristala leda koji deformiraju ćelijske elemente; tijekom odmrzavanja voda se ne vraća u potpunosti u koloide, a proizvod se dehidrira.

Brzina smrzavanja se odražava i na intenzitet razvoja mikroflore u zamrznutim namirnicama tokom njihovog skladištenja.

Način odmrzavanja također ima veliki utjecaj na kvalitetu proizvoda i njegovu bakterijsku kontaminaciju ( odmrzavanje). Kod brzog odmrzavanja bilježe se veliki gubici nutritivnih, ekstraktivnih i biološki aktivnih tvari. Zbog činjenice da se brzo odmrzavanje vrši na visokoj temperaturi, dolazi i do intenzivnog razvoja mikroorganizama. Za odmrzavanje mesa najprihvatljivije je sporo odmrzavanje, a za voće i bobičasto voće - brzo odmrzavanje.

U savremenim uslovima, zadatak je osigurati kontinuirani hladni lanac u promociji kvarljivih i smrznutih proizvoda od mjesta proizvodnje do mjesta prodaje i potrošnje. Od posebnog značaja je rasprostranjenost rashladne opreme u proizvodnji prehrambenih proizvoda, distributivnoj mreži i javnom ugostiteljstvu: hladnjače magacinskog tipa različitih (uglavnom velikih) kapaciteta, frižideri različitih kapaciteta, rashladne vitrine, rashladne tezge, rashladni transport ( vozovi i hladnjača, brodovi - hladnjače, hladnjača) i druga izotermna, rashladna sredstva, koja omogućavaju da se u potpunosti provede kontinuitet promocije kvarljivih proizvoda na niskim temperaturama.

Tehnologija hlađenja je dobila značajan razvoj i nastavlja se usavršavati. Savremeni rashladni uređaji su opremljeni na bazi cirkulacije rashladnog sredstva u zatvorenom sistemu sa naizmeničnim procesima njegovog isparavanja i kondenzacije. Proces isparavanja rashladnog sredstva je praćen značajnom apsorpcijom toplote iz okoline, što rezultira efektom hlađenja. Uzastopnim ponavljanjem procesa isparavanja rashladnog sredstva moguće je postići unaprijed određen nivo negativne temperature u komori. Isparavanje rashladnog sredstva, odnosno njegova transformacija iz tekućeg stanja u stanje pare, odvija se u posebnom isparivaču. Pare rashladnog sredstva kondenziraju se kompresijom u posebnim kompresorima, a zatim kondenziraju pare u tekuće stanje u posebnim kondenzatorima.

Kao rashladno sredstvo u rashladnim jedinicama koriste se razne tvari, među kojima su najčešće amonijaka i freona. Amonijak se koristi u rashladnim jedinicama velikog kapaciteta sa kapacitetom hlađenja do 133.888 kJ/h (32.000 kcal/h) i više. Amonijak predstavlja opasnost po zdravlje kada se ispusti u zrak u zatvorenom prostoru. Maksimalna dozvoljena koncentracija amonijaka u vazduhu u zatvorenom prostoru je 0,02 mg/l. Kako bi se osigurala sigurnost, prostorije u kojima se postavljaju rashladne jedinice moraju biti opremljene ventilacijom s kapacitetom izmjene zraka od najmanje 10 m 3 na sat za svakih 4184 J (1000 cal).

Freoni se povoljno razlikuju od amonijaka po bezopasnosti i nedostatku mirisa. Oni su nezapaljivi i neeksplozivni. U industriji hlađenja koriste se freoni različitih marki: freon-12, freon-13, freon-22, freon-113, itd. Freoni se široko koriste u proizvodnji rashladne opreme za trgovinska i javna ugostiteljska preduzeća, kao i kućne rashladne vitrine. Nedavno je upotreba freona u rashladnim jedinicama velikog kapaciteta značajno proširena - do 104.600 kJ (25.000 kcal / h) i više.

Prirodni i umjetni led, mješavine leda i soli (uključujući eutektički led) i suhi led (čvrsti ugljični dioksid) se također koriste za hlađenje i zamrzavanje prehrambenih proizvoda. Suhi led se uglavnom koristi za hlađenje sladoleda u maloprodaji.

CANNING OD KORIŠĆENJE UHF POLJA

Ova metoda konzerviranja temelji se na činjenici da se pod utjecajem UHF polja prehrambeni proizvod brzo sterilizira. Proizvodi zapečaćeni u zatvorenoj posudi, smešteni u zonu delovanja ultravisokih frekvencijskih talasa, zagrevaju se do ključanja 30-50 sekundi i tako sterilišu.

Normalno zagrevanje traje dugo, to se dešava postepeno od periferije ka centru konvekcijom. Istovremeno, što je niža toplinska provodljivost zagrijanog proizvoda, to je teže da u njemu nastaju konvekcijske struje, to je više vremena potrebno za zagrijavanje proizvoda. Zagrijavanje se u UHF polju odvija na drugačiji način: tri bodovi proizvoda. Kada se koriste UHF struje, toplinska provodljivost proizvoda nije bitna i ne utječe na brzinu zagrijavanja proizvoda.

Očuvanje strujama ultra-high (UHF) I ultrahigh(mikrovalna) frekvencija se zasniva na činjenici da se u proizvodu postavljenom u visokofrekventno elektromagnetno polje naizmjenične struje javlja pojačano kretanje nabijenih čestica, a to dovodi do povećanja temperature proizvoda na 100°C i više . Proizvodi zatvoreni u hermetički zatvorene posude i stavljeni u zonu djelovanja ultravisokih frekvencijskih valova zagrijavaju se do ključanja u roku od 30-50 sekundi.

Smrt mikroorganizama kada se proizvodi zagrevaju u mikrotalasnom polju dešava se mnogo brže nego tokom termičke sterilizacije, kao rezultat činjenice da su oscilatorna kretanja čestica u ćelijama mikroorganizama praćena ne samo oslobađanjem toplote, već i pojave polarizacije koje utiču na njihove vitalne funkcije. Tako je za sterilizaciju mesa i ribe u mikrovalnoj pećnici na 145°C potrebno 3 minute, dok konvencionalna sterilizacija traje 40 minuta na temperaturi od 115-118°C. Metoda konzerviranja ultravisokim i visokofrekventnim strujama našla je praktičnu primjenu. u industriji voća i povrća za sterilizaciju sokova od voća i povrća, u ugostiteljstvu mikrotalasne struje se koriste za pripremu raznih jela.

3. OČUVANJE DEHIDRACIJOM (SUŠENJEM)

Dehidracija je jedna od najstarijih metoda dugotrajnog čuvanja hrane, posebno voća i ribe, kao i mesa i povrća. Konzervirano djelovanje dehidracije temelji se na prestanak života mikroorganizama uz održavanje vlage manje u hrani 15% . Većina mikroorganizama se normalno razvija kada proizvod sadrži najmanje 30% vode. Prilikom konzerviranja dehidracijom, mikroorganizmi padaju u stanje anabioze, a kada se proizvod navlaži, ponovo dobijaju sposobnost razvoja.

Pod uticajem sušenja dolazi do niza strukturnih i hemijskih promena u proizvodima, praćenih značajnim uništavanjem bioloških sistema kao što su vitamini i enzimi. Konzerviranje dehidracijom može se vršiti u uslovima atmosferskog pritiska (prirodno i veštačko sušenje) i u uslovima vakuuma (vakuum i sušenje zamrzavanjem).

Prirodno (solarno) sušenje je prilično dugotrajan proces, te stoga proizvodi koji se suše mogu biti izloženi infekciji i općoj kontaminaciji. Solarno sušenje moguće je samo u područjima sa velikim brojem sunčanih dana. Sve ovo ograničava industrijsku primjenu prirodnih metoda sušenja u masovnim razmjerima.

U Uzbekistanu i Tatarstanu prirodnim sušenjem na sunčevoj svjetlosti bere se visokokvalitetno suho voće (kajsije, grožđice i dr.), koje je poznato u svijetu. Vrsta prirodnog sušenja je sušenje, pomoću koje se kuhaju vobla i ram, riba i bijeli losos.

Veštačko sušenje može biti mlazno, sprej i film. Mlazna metoda je najjednostavniji tip industrijskog sušenja.

Mlazno sušenje se koristi za sušenje tečnih proizvoda (mleko, jaja, sok od paradajza itd.) i proizvodi se prskanjem. Proizvodi se raspršuju kroz mlaznicu u finu suspenziju (veličine čestica 5-125 µm) u posebnoj komori sa pokretnim vrućim zrakom (temperatura 90-150 °C). Suspenzija se trenutno suši i taloži u obliku praha u posebnim prijemnicima. Kretanje vazduha i uklanjanje vlage iz sušara obezbeđuju se sistemom ventilacionih uređaja.

Sušenje raspršivanjem može se vršiti u komorama sa brzo rotirajućim diskom, na koji se zagrijano mlijeko usmjerava u tankom mlazu. Disk raspršuje tečnost u finu prašinu, koja se suši vrućim vazduhom koji mu dolazi. Kratko trajanje djelovanja, uprkos visokoj temperaturi, metodom prskanja osigurava blage promjene u sastavu osušenog proizvoda koji se lako obnavlja.

Kontaktnom, filmskom metodom, sušenje se vrši tako što se proizvod koji se suši (mlijeko i sl.) dotakne (nanese) sa zagrijanom površinom rotirajućeg bubnja, a zatim se osušeni proizvod (film) skida posebnim nožem (strugačem) . Ovu metodu sušenja karakteriziraju značajne strukturne promjene u proizvodu koji se suši, denaturacija njegovih sastavnih dijelova i manja reducibilnost kada se hidratizira. Na primjer, rastvorljivost mlijeka u prahu osušenog filmom je 80-85%, dok se mlijeko osušeno raspršivanjem rastvara u koncentraciji od 97-99%.

Vakuumsko sušenje. Takvo sušenje se vrši u uslovima razrjeđivanja na niskoj temperaturi koja ne prelazi 50 °C. Ima nekoliko prednosti u odnosu na atmosfersko sušenje. Vakuumsko sušenje osigurava očuvanje vitamina i prirodnih svojstava okusa u najvećoj mjeri! sušeni proizvod. Dakle, kao rezultat sušenja jaja pri atmosferskom pritisku, uništavanje vitamina A dostiže 30-50%, a tokom vakuumskog sušenja njegov gubitak ne prelazi 5-7%.

Sušenje zamrzavanjem (liofilizacija) je najsavremenija i najperspektivnija metoda konzerviranja hrane. Ova metoda omogućava najsavršenije sušenje uz maksimalno očuvanje prirodnih, nutritivnih, organoleptičkih i bioloških svojstava proizvoda. Značajka metode je da se vlaga iz smrznutih proizvoda uklanja direktno iz kristala leda, zaobilazeći tekuću fazu.

U savremenim sublimacionim instalacijama glavni dio je sublimator (slika 5), ​​koji je metalna, cilindrična komora sa sfernim diskovima, u koju se stavljaju prehrambeni proizvodi koji se suše i stvara duboki vakuum. Za kondenzaciju vodene pare koriste se posebni kondenzatori - zamrzivači, hlađeni kompresorskim freonskim ili amonijačnim rashladnim jedinicama. Agregati su opremljeni rotacionim uljnim vakuum pumpama sa gasnim balastnim uređajem. U toku rada instalacije obezbeđuje se nepropusnost sublimatora - kondenzatora, svih cevovoda i delova koji su uključeni u vakuum sistem.

U sušenju zamrzavanjem postoje tri perioda sušenja. IN prvo U periodu nakon punjenja proizvoda koji se suši, u sublimatoru se stvara visoki vakuum pod čijim utjecajem dolazi do brzog isparavanja vlage iz proizvoda i oni se sami smrzavaju. Temperatura u proizvodima istovremeno naglo pada (–17°C i niže). Samozamrzavanje traje 15-25 minuta brzinom od 0,5-1,5°C u minuti. Samozamrzavanje uklanja 15-18% vlage iz proizvoda.

Ostatak vlage (oko 80%) se uklanja iz sublimiranih proizvoda sekunda period sušenja, koji počinje od trenutka uspostavljanja stabilne temperature u proizvodima reda veličine 15-20 °C. Sublimaciono sušenje se vrši zagrijavanjem ploča na kojima se nalaze sušeni proizvodi. U ovom slučaju, proizvodi koji su samozamrznuti u prvom periodu se ne odmrzavaju, a kristali leda u proizvodu isparavaju, zaobilazeći tekuću fazu. Trajanje drugog perioda ovisi o prirodi osušenog proizvoda, njegovoj masi, sadržaju vlage i kreće se od 10 do 20 sati.

Rice. 5. Sublimator

Treći period je termičko sušenje u vakuumu, tokom kojeg se preostala vlaga vezana za apsorpciju uklanja iz proizvoda. U procesu termičkog vakuumskog sušenja, temperatura osušenih proizvoda postepeno raste do 45–50 °C pri pritisku u sublimatoru od 199,98–333,31 Pa (1,5–2,5 mm Hg). Trajanje termičkog vakuumskog sušenja je 3-4 sata.Važna osobina liofiliziranih proizvoda je njihova laka reverzibilnost, odnosno oporavak nakon dodavanja vode.

Najperspektivnije sušenje smrzavanjem prehrambenih proizvoda korištenjem dielektričnog grijanja visokofrekventnim strujama. Istovremeno, vrijeme sušenja se smanjuje nekoliko puta.

4. KONZERVACIJA KORIŠĆENJEM IONIZUJUĆEG ZRAČENJA

Method Essence

Konzerviranje upotrebom jonizujućeg zračenja omogućava dugotrajno očuvanje prirodnih nutritivnih i bioloških svojstava prehrambenih proizvoda. Posebnost takvog konzerviranja je postizanje efekta sterilizacije bez podizanja temperature. Zbog toga je konzerviranje uz pomoć jonizujućeg zračenja postalo nazvano hladna sterilizacija ili hladna pasterizacija.

Mehanizam djelovanja

Pod djelovanjem jonizujućeg zračenja na proizvod, u potonjem dolazi do ionizacije organskih molekula, radiolize vode, slobodnih radikala, nastaju različita visoko reaktivna jedinjenja.

Za procjenu učinka konzerviranja i mogućih promjena u tvari proizvoda, kao i za određivanje načina konzerviranja korištenjem jonizujućeg zračenja, potrebno je uzeti u obzir količinu jonizujuće energije koju apsorbira supstanca tokom ozračivanja proizvoda. . Jedinica apsorbirane doze je Grey.

Sterilizacijske doze jonizujućeg zračenja nisu iste za različite organizme. Utvrđen je obrazac da što je tijelo manje i što je njegova struktura jednostavnija, to je njegova otpornost na zračenje veća i, shodno tome, veće doze zračenja potrebne da se ono deaktivira. Dakle, da bi se osigurao potpuni učinak pasterizacije, odnosno oslobađanja prehrambenog proizvoda od vegetativnih oblika mikroorganizama, potrebna je doza zračenja u rasponu od 0,005-0,012 MGy (mega Grey). Za inaktivaciju spornih oblika potrebna je doza od najmanje 0,03 MGy. Spore Cl. botulinum, čije je uništavanje moguće uz upotrebu visokih doza zračenja (0,04-0,05 MGy). Za inaktivaciju virusa potrebni su još veći nivoi zračenja.

Kada se koristi jonizujuće zračenje za djelovanje na prehrambene proizvode, razlikuju se pojmovi kao što su radapertizacija, radurizacija i zračenje.

Radaperizacija- sterilizacija zračenjem, gotovo potpuno suzbijanje razvoja mikroorganizama koji utiču na stabilnost proizvoda tokom skladištenja. U ovom slučaju koriste se doze od 10-25 kGy (kilogrej). Radapertizacija se koristi u preradi prehrambenih proizvoda namenjenih za dugotrajno skladištenje u različitim, uključujući i nepovoljnim uslovima.

Radurizacija- Radijaciona pasterizacija prehrambenih proizvoda dozama od oko 5-8 kGy, čime se smanjuje mikrobna kontaminacija proizvoda i produžava njihov rok trajanja.

Efikasnost sterilizacije kontroliše se fizičkim, hemijskim i bakteriološkim metodama.

Fizičke metode kontrole obuhvataju: merenje temperature, pritiska i vremena primene sterilizacije.

Decenijama se za kontrolu hemikalija koriste hemikalije koje imaju tačku topljenja blizu temperature sterilizacije. Te supstance su bile: benzojeva kiselina - za sterilizaciju parom; saharoza, hidrokinon i neki drugi - za kontrolu sterilizacije zraka. Ako je došlo do topljenja i promjene boje ovih tvari, onda se rezultat sterilizacije smatra zadovoljavajućim. Budući da upotreba navedenih indikatora nije dovoljno pouzdana, u praksu kontrole metoda termičke sterilizacije sada su uvedeni hemijski indikatori čija se boja mijenja pod utjecajem temperature adekvatne za određeni način rada za određeno vrijeme potrebno za implementaciju. ovaj način rada. Promjenom boje indikatora ocjenjuju se glavni parametri sterilizacije - temperatura i trajanje sterilizacije. Od 2002. GOST RISO 11140-1 „Sterilizacija medicinskih proizvoda. Hemijski indikatori. Opšti zahtjevi“, u kojem hemijski indikatori distribuiran na šest casovi:

TO 1 klasa dodeljuju se indikatori spoljašnjih i unutrašnjih procesa koji se postavljaju na spoljnu površinu pakovanja sa medicinskim sredstvima ili unutar kompleta instrumenata i hirurške posteljine. Promjena boje indikatora ukazuje da je pakovanje prošlo proces sterilizacije.

Co. 2 klasa uključuju indikatore koji ne kontroliraju parametre sterilizacije, ali su namijenjeni za upotrebu u posebnim testovima, na primjer, na osnovu takvih indikatora procjenjuju efikasnost vakuum pumpe i prisustvo zraka u komori parnog sterilizatora.

TO 3 klasa uključuju indikatore koji određuju jedan parametar sterilizacije, na primjer, minimalnu temperaturu. Međutim, ne daju informacije o vremenu izlaganja temperaturi.

TO 4 klasa uključuju višeparametarske indikatore koji mijenjaju boju kada su izloženi nekoliko parametara sterilizacije. Primjer takvih indikatora su indikatori parne i vazdušne sterilizacije jednokratne upotrebe IKPVS-"Medtest".

TO 5 klasa uključuju integrisane indikatore koji odgovaraju na sve kritične parametre metode sterilizacije.

TO 6 klasa uključuju indikatore-emulatore. Indikatori su kalibrirani prema parametrima sterilizacijskih modova u kojima se koriste. Ovi indikatori odgovaraju na sve kritične parametre metode sterilizacije. Emulirajući indikatori su najsavremeniji. Oni jasno registruju kvalitet sterilizacije sa ispravnim omjerom svih parametara - temperatura, zasićena para, vrijeme. Ako se ne uoči jedan od kritičnih parametara, indikator ne radi. Među domaćim termo-vremenskim indikatorima, indikatori "IS-120", "IS-132", "IS-160", "IS-180" kompanije "Vinar" ili indikatori pare ("IKPS-120/45", " IKPS-132/20") i vazdušna ("IKPVS-180/60" i "IKVS-160/150") sterilizacija jednokratne upotrebe IKVS kompanije Medtest.

Sve operacije sa indikatorima - ekstrakcija, evaluacija rezultata - obavlja osoblje koje sprovodi sterilizaciju.

Evaluacija i obračun rezultata kontrole se vrši procjenom promjene boje početnog stanja oznake termičkog indikatora svakog indikatora, upoređivanjem sa oznakom boje Standarda za poređenje.

Ako boja konačnog stanja naljepnice termičkog indikatora svih indikatora odgovara oznaci boje Standarda za poređenje, to znači da su ispunjene tražene vrijednosti parametara režima sterilizacije u komori za sterilizaciju.

Dozvoljene su razlike u intenzitetu dubine boje naljepnice indikatora termičkog indikatora, zbog neujednačenosti dozvoljenih vrijednosti temperature u različitim zonama komore za sterilizaciju. Ako oznaka termalnog indikatora najmanje jednog indikatora u potpunosti ili djelomično zadržava boju koja se lako razlikuje od boje referentnog stanja, to znači da su potrebne vrijednosti parametara režima sterilizacije u komori za sterilizaciju nije primećeno.

Indikatori i standardi za poređenje moraju se podudarati u brojevima serija. Zabranjeno je ocjenjivati ​​rezultate kontrole sterilizacije korištenjem indikatora različitih serija.

Procjena usklađenosti promjene boje naljepnice termičkog indikatora u poređenju sa standardom vrši se pri osvjetljenju od najmanje 215 luksa, što odgovara mat lampi sa žarnom niti od 40 W, s udaljenosti ne veće od 25 cm. Za bakteriološku kontrolu trenutno se koriste biotestovi koji imaju doziranu količinu spora test kulture. Postojeća metoda omogućava procjenu efikasnosti sterilizacije ne ranije od 48 sati, što ne dozvoljava upotrebu već steriliziranih proizvoda dok se ne dobiju rezultati bakteriološke kontrole.

Biološki indikator je preparat patogenih mikroorganizama koji stvaraju spore za koje je poznato da su vrlo otporni na ovu vrstu procesa sterilizacije. Svrha bioloških indikatora je potvrditi sposobnost procesa sterilizacije da ubije otporne mikrobne spore. To je najkritičniji i najpouzdaniji test procesa sterilizacije. Biološki indikatori se koriste kao kontrola opterećenja: ako je rezultat pozitivan (rast mikroba), onda se ovo opterećenje ne može koristiti i sva prethodna opterećenja se moraju opozvati do posljednjeg negativnog rezultata. Da bi se dobio pouzdan biološki odgovor, treba koristiti samo one biološke indikatore koji su u skladu sa međunarodnim standardima EC 866 i ISO 11138/11135. Prilikom korištenja bioloških indikatora javljaju se određene poteškoće - potreba za mikrobiološkom laboratorijom, obučenim osobljem, trajanje inkubacije višestruko premašuje trajanje sterilizacije, potreba za karantenom (nemogućnost korištenja) steriliziranih proizvoda do dobijanja rezultata. Zbog navedenih poteškoća u primjeni biološke metode u ambulantnoj stomatološkoj praksi, fizičke i kemijske metode se najčešće koriste za kontrolu djelotvornosti sterilizacije.

Zbornik radova sa Drugog naučnog simpozijuma o važnosti bioloških indikatora za kontrolu sterilizacije, održanog u Moskvi 9. decembra 1998. godine.

M.I. Levy, Yu.G. Suchkov, V.Ya. Bessonova, Yu.S. Zueva, V.G. Sližkova, M.M. Livšits, N.N. Pankova, G.I. Ruban, S.M. Savenko, A.P. Mityukov, I.I. Kornev, A.I. Voronkov
Laboratorijski centar za ispitivanje MGTSD, KB UD predsjednika Ruske Federacije,
Moskovska medicinska akademija. Sečenov, Centralna klinička bolnica MC UD Predsjednik Ruske Federacije

Za izračunavanje prosječne vrijednosti broja živih spora po jednom biološkom indikatoru, preporučljivo je koristiti Poissonovu distribuciju. Linearna priroda zavisnosti logaritma broja živih ćelija o vremenu sterilizacije nije potvrđena eksperimentalnim rezultatima. Upotreba značajnog broja bioloških indikatora u eksperimentima za kontrolu sterilizacije, visoko informativnog hranljivog medijuma i dugi periodi uzgoja bioloških indikatora omogućili su da se u njima detektuju održive spore nakon sterilizacije češće nego inače i u gotovo svim korištenim režimima. u praksi. Sejanjem sadržaja bioloških indikatora nakon sterilizacije na gustu hranljivu podlogu potvrđeno je korespondenciju distribucije Petrijevih zdjelica prema broju uzgojenih kolonija Poissonovoj raspodjeli, što znači slučajnu i izoliranu distribuciju vijabilnih spora u biološkim indikatorima. U nekim eksperimentima je broj bioloških indikatora sa živim sporama nakon relativno dugih perioda sterilizacije bio veći od broja onih nakon kratkih perioda sterilizacije, što se nije moglo objasniti u okviru prihvaćenih ideja o sterilizaciji. Pretpostavili smo da je sterilizacija prigušeni talasasti autooscilatorni proces i to je suština zavisnosti logaritma broja živih spora u biološkim indikatorima od vremena sterilizacije.
Kontrola sterilizatora koji rade u medicinskim ustanovama Moskve pokazala je da u svim slučajevima postoje biološki indikatori koji sadrže vitalne spore nakon sterilizacije. Verovatnoća nezadovoljavajućih rezultata analize bioloških indikatora (10-6) preporučenih u standardima je mnogo manja od one koja je postignuta u našim studijama.
Eksperimentalna parna sterilizacija segmenata tubula napravljenih od sintetičkih materijala nakon predsterilizacionog čišćenja praćena je nepovoljnim rezultatima sličnim onima dobijenim biološkim indikatorima.
Broj živih spora u biološkom indikatoru nakon sterilizacije je vjerovatnoća vrijednost, a njihovo otkrivanje ovisi o broju indikatora u komori za sterilizaciju, kvaliteti hranljivog medija i trajanju uzgoja na odgovarajućoj temperaturi.

Adekvatan alat za procenu efikasnosti sterilizacije su biološki indikatori, koji u velikoj meri imitiraju medicinske proizvode kontaminirane mikroorganizmima koji su podvrgnuti sterilizaciji. Ovo posljednje je suvišno u smislu da je dizajnirano da uništi toliki broj mikroba koji se obično ne nalaze na proizvodima, ali koji se u principu, iako u rijetkim slučajevima, ne mogu isključiti. Stoga biološki indikatori sadrže spore otporne na sredstvo za sterilizaciju u količinama 2-3 reda veličine većim od onih koje se obično nalaze na steriliziranim proizvodima. Ovakav pristup diktira masovna upotreba sterilizacije u medicinskoj praksi i potreba da se eliminiše rizik od infekcije bolesnih i zdravih ljudi zbog neefikasne sterilizacije.

Zbog činjenice da se većina istraživača pridržava uvjerenja da je logaritam broja mikroorganizama u biološkom indikatoru ili na medicinskim uređajima linearna funkcija vremena sterilizacije, vremenski okvir se može izračunati sa dovoljnom sigurnošću. Do danas se u praksi koristi nekoliko vrsta sterilizacije - parna, toplozračna, plinska, radijacijska, radijacijska i neke druge. Poznati su veliki proizvođači opreme za sterilizaciju - MMM, Luki, Johnson i Johnson itd.

Zadali smo utvrđivanje optimalnih uslova za upotrebu bioloških indikatora u procesu sterilizacije. Glavni predmet istraživanja bili su biološki indikatori za ocjenu sterilizacije parom. Biološki indikatori su pripremljeni i evaluirani u našoj laboratoriji u skladu sa prihvaćenim standardima. U toku predstavljanja dobijenih rezultata opisane su metodološke karakteristike ovog istraživanja.

Kad god se serija spora Bacillus stearothermophilus pripremi za bioindikatore koji kontroliraju sterilizaciju parom, testira se njihova termička stabilnost. Gotovi biološki indikatori (oko 10 6 spora po indikatoru) moraju sadržavati vitalne spore nakon 5 minuta parne sterilizacije na 120-121°C, ali ne nakon 15 minuta sterilizacije pod određenim uslovima. Proizvodne serije bioloških indikatora koje proizvodi naša ustanova ispunjavaju ove zahtjeve. Naše iskustvo obuhvata preko 70 proizvodnih serija spora B. stearothermophilus, od kojih su proizvedeni milioni bioloških indikatora. Svaka serija bioloških indikatora je više puta testirana na termičku stabilnost, u vezi s čime se nakupila prilična količina materijala. Uspjeli smo se uvjeriti da do 15 minuta autoklaviranja na 121 °C, obično održive spore nisu otkrivene u biološkim indikatorima, međutim, u rijetkim slučajevima, od 10 indikatora (u pravilu je toliki broj indikatora uzet po izloženost), 1 ili 2 testa su sadržavali žive sporove.

Prema međunarodnim standardima, preporučuje se određivanje broja spora u biološkim indikatorima nakon različitih izlaganja na 120-121°C da bi se sadržaj indikatora inokulirao na čvrstu hranljivu podlogu, a zatim kultivisao u termostatu i izbrojio broj kolonije. Ova tehnika se preporučuje za one izloženosti kod kojih se očekuje da će broj jedinica koje formiraju kolonije (CFU) biti veći od 50 i manji od 1000.

Za one izloženosti kod kojih se očekuje da će prosječan broj spora u biološkom indikatoru biti manji od 1 (to jest, održive spore neće biti pronađene u svakom indikatoru), preporučuje se korištenje distribucije rijetkih i slučajnih događaja - Poissonova raspodjela za proračune.

Sljedeći je način primjene Poissonove distribucije za naznačene svrhe.
P x \u003d e -m * m x / x!
gdje je Px udio bioloških indikatora sa određenim brojem živih spora x;
x je specifičan broj sporova u indikatoru;
X! — proizvod cijelih brojeva u nizu x (x-1) (x-2) ... [x-(x-1)];
m je prosječan broj spora u grupi bioloških indikatora;
e je eksponent.

Ako određeni broj bioloških indikatora ne sadrži održive spore (x = 0), tada
P 0 \u003d k / n,
gdje je k broj bioloških indikatora koji ne sadrže žive spore;
n je broj bioloških indikatora u grupi.

Uzmimo logaritam date Poissonove jednadžbe raspodjele:
ln P x \u003d ln (e -m * m x / x!).

S obzirom na to 0! \u003d 1, i m 0 \u003d 1, zatim (ln k - ln n) \u003d -m; m = log n — log k.

Drugim riječima, prosječan broj spora po biološkom indikatoru u grupi jednak je razlici između prirodnih logaritama broja svih bioloških indikatora i broja bioloških indikatora bez živih spora. Valjanost gornje metode za određivanje prosječnog broja spora po biološkom indikatoru potvrđena je inokulacijama na agar (slika 8).

Rice. 8. Rezultati ispitivanja bioloških indikatora sa sporama osušenim na hromatografskom papiru (10 6 spora biološkog indikatora, sterilizacija parom 121°C - 45 min., tip indikatora Atest). Y-osa prikazuje broj bioloških indikatora. Lijeva kolona su rezultati ispitivanja za konvencionalne biološke indikatore, desna kolona je za biološke indikatore sa novim hranljivim medijumom. Zasjenjeni dio traka je broj bioloških indikatora sa živim sporama.

Dajemo primjer proračuna. U komoru za sterilizaciju postavljeno je 20 bioloških indikatora, a nakon ekspozicije, u svaki biološki indikator je uliven obojeni hranljivi medij (serija hranljivih podloga koja se koristi u našoj laboratoriji je reagovala promenom boje na prisustvo pojedinačnih živih spora u biološkom indikatoru kada je kultivisan u termostatu na 55 o C). Od 20 bioloških indikatora korištenih u primjeru, promjena lila boje hranljive podloge u žutu je uočena kod 14, a kod 6 indikatora boja podloge je ostala ista nakon kultivacije u termostatu. Dakle, m = (ln 20 - ln 6) = 2,996 - 1,792 = 1,204. Sada, ako želimo da ovu vrijednost m uključimo u koordinatni sistem decimalnog logaritma broja spora u biološkim indikatorima i vremenu, moramo uzeti lg m = lg 1,204 = 0,081.

U brojnim određivanjem otpornosti spora na toplotu, fenomen je povremeno primećen kada su 1-2 biološka indikatora od 10 sadržala žive spore nakon 15-minutnog autoklaviranja. U nekim eksperimentima smo proširili skup ekspozicija na ekspozicije od 20, 25, 30 i 35 minuta. autoklaviranje. U nekim, iako rijetkim slučajevima, primijetili smo postojanje živih spora u biološkim indikatorima nakon relativno dugog izlaganja autoklaviranju. Tumačenje tako neočekivanih rezultata kao slučajnih nije se moglo prepoznati kao legitimno, jer nije imalo objašnjenje. Najvjerovatnija pretpostavka je postojanje jedinki otpornih na toplinu u populaciji spora, koje stoga ostaju održive nakon dugotrajnog izlaganja. Međutim, ova pretpostavka nije potvrđena, budući da je potomstvo spora iz požutjelih bioloških indikatora nakon 20-40 minuta autoklaviranja imalo isti nivo otpornosti na toplinu kao originalna suspenzija spora.

Opisanom problemu dodat je još jedan, povezan sa nedoumicama u linearnu zavisnost logaritma broja spora u biološkom indikatoru od vremena sterilizacije. Stiče se utisak da ako se posmatra linearna zavisnost, onda se ona pojavljuje samo u određenim delovima grafa. Što se tiče termina za promenu boje hranljive podloge u biološkim indikatorima nakon autoklaviranja, u praksi su oni bili ograničeni na 48 sati (ovaj period se preporučuje u uputstvima koja su u opticaju u Rusiji, SAD i evropskim zemljama, iako čak 10 godine, kada nisu korišćene bojene podloge, posmatranje pojave zamućenja u hranljivom bujonu trajalo je najmanje 7 dana). Međutim, u našim eksperimentima je uočeno da se promjena boje hranljive podloge tokom kultivacije u termostatu dešava ne samo u prvih 48 sati, već i narednih dana, posebno kod onih bioloških pokazatelja koji su bili u komora za sterilizaciju relativno dugo.

Ako smo prethodnih godina koristili inzulinske bočice kao nosač spora, nedavno smo prešli na Eppendorf epruvete od polipropilena kapaciteta 1,5 ml. Pokazalo se da je ovaj spremnik mnogo pogodniji kao nosač spora od bočica s inzulinom.

Uzimajući u obzir sve navedeno, odlučili smo da u ovoj studiji koristimo biološke indikatore pripremljene na sljedeći način. Suspenzija spora, koju smo koristili za proizvodnju proizvodne serije bioloških indikatora, razrijeđena je destilovanom vodom tako da se potreban broj spora pojavio u 0,02 ml, koje je dodavano u svaku Eppendorfovu epruvetu. Zatim su biološki indikatori ostavljeni 24 sata. na 37°C da bi se spore osušile, nakon čega je biološki indikator (Eppendorfova epruveta je ostavljena otvorena) stavljen u posebnu vrećicu od Wipack Medical, opremljenu papirnim indikatorom ranog procesa sterilizacije. Nakon autoklaviranja, u svaki indikator je sipano 0,5 ml obojene hranljive podloge i stavljeno u termostat na 55°C tokom 7 dana uz svakodnevnu registraciju promene boje hranljive podloge u žutu. Ako se to dogodilo, postojanje živih spora je prepoznato na kraju vremena autoklaviranja.

Lako je uočiti da je broj bioloških indikatora u kojima bi se mogle otkriti vijabilne spore zavisio od početnog broja indikatora postavljenih u komoru za sterilizaciju. Ako biološki indikatori oponašaju medicinske uređaje kontaminirane mikroorganizmima, onda možemo posumnjati da udio bioloških indikatora sa živim sporama nakon sterilizacije može odgovarati udjelu medicinskih uređaja koji ostaju nesterilni. Ovo je smisao korištenja kontrole sterilizacije uz pomoć bioloških indikatora. Ali njihov broj se ne može povećati na velike brojke, barem ne na broj steriliziranih medicinskih sredstava. Prema standardima usvojenim u Rusiji, 5 bioloških indikatora se stavlja u relativno male autoklave, a do 13 u velike autoklave. Čini nam se da naznačeni broj bioloških indikatora za proučavanje sterilizacijskih defekata očito nije dovoljan, stoga je u dolje prikazanim eksperimentima korišten mnogo veći broj indikatora za kontrolu sterilizacije.

Dakle, u našim eksperimentima koristili smo ne samo veći broj bioloških indikatora nego inače, već smo ih posmatrali duže vrijeme nakon sterilizacije tokom kultivacije u termostatu. Konačno, koristili smo ne samo broj spora u indikatoru koji je preporučen u standardima (10 6 spora), već i nešto manji (10 5) i nešto više (10 7). U sterilizacionoj komori autoklava, u većini slučajeva, nije stavljeno ništa osim bioloških indikatora kako bi se izbjegle optužbe za prepunu komoru.

Podaci prikazani na sl. 1 ukazuju na to da su pojedinačni indikatori sadržavali održive spore čak i nakon 120 minuta autoklaviranja (podrazumijeva se da kada bi se koristilo 5 ili 10 bioloških indikatora, ova činjenica ne bi bila "primjećena"). U ovom eksperimentu korišćene su spore dva soja B. stearothermophilus - VKM-718 (proizvodni soj koji se koristi ne samo u Rusiji, već iu drugim zemljama, kao i nedavno izolovani soj KK sa povećanom otpornošću na toplotu). Iznenađujuće, indikatori sa živim sporama ponekad su se susreli nakon 45 ili 60 minuta. autoklaviranje najmanje nakon 30 minuta sterilizacije.

B. stearothermophilus spore
VK-718	QC
10 7	2,2*10 6
10 6	1,1*10 6
10 5	0,7*10 6

Rice. Slika 1. Uticaj sterilizacije parom u autoklavu VK-75 (121 o C bez vakuuma u sterilizacionoj komori) na vitalnost spora B. stearothermophilus (sojevi VK-718 i KK). Ordinata prikazuje broj bioloških indikatora za svaku ekspoziciju (25 bioloških indikatora), a apscisa prikazuje vrijeme sterilizacije (min.). Zasjenjeni dio traka je broj bioloških indikatora sa živim sporama.

Neslaganje između dobijenih podataka i očekivanih nateralo nas je da razvijemo novu hranljivu podlogu, čije su mogućnosti u ispoljavanju vitalnih spora u biološkim indikatorima koji su podvrgnuti sterilizaciji bile mnogo veće od onih u prethodnom hranljivom mediju.

Uz prethodni hranljivi medij, testirane su i dvije nove formulacije, a jedna od njih se pokazala vrlo informativnom (slika 2).


Rice. Slika 2. Uticaj hranljive podloge na ispoljavanje vijabiliteta spora B. stearothermophilus u biološkim indikatorima (nosači - bočice insulina ili Eppendorf epruvete) nakon sterilizacije parom (121 o C - 45 min.). n je broj bioloških indikatora u svakoj ekspoziciji, zasjenjeni dio traka je broj bioloških indikatora sa živim sporama. A — eksperimenti sa proizvodnom serijom 71, broj spora u biološkom indikatoru 3,4*10 5 , B — eksperimenti sa proizvodnom serijom 69, broj spora u biološkom indikatoru 10 6 . Brojevi 1, 2, 3 označavaju uzorke sa različitim hranjivim podlogama.

Dakle, uz povećan broj bioloških indikatora, produžavajući period promatranja indikatora uzgojenih u termostatu, korišten je ne samo prihvaćeni hranljivi medij, već i novi medij, koji se pokazao informativnijim od prethodnog. Vrijedi spomenuti da su tri biološka indikatora sa različitim brojem spora stavljena u jednu vrećicu, vrećice su nasumično stavljene u komoru za sterilizaciju, nakon sterilizacije biološki indikatori su istovremeno punjeni istom serijom hranjivog medija i ostavljeni u istom termostatu. . Ako su korištene stare i nove hranjive podloge, broj paketića se udvostručio.

Ako su u prethodnim eksperimentima biološki indikatori bili autoklavirani na 121 o C 45 minuta, onda je u eksperimentu prikazanom na sl. 3, biološki indikatori su sterilizirani parom na temperaturi od 132 o C (oba načina rada u autoklavu domaće proizvodnje — VK-75).

Rice. Slika 3. Uticaj sterilizacije parom na 132 o C na biološke indikatore u zavisnosti od početnog broja spora u njima (10 5 , 10 6 i 10 7 i vremena autoklaviranja bioloških indikatora (5, 10, 20, 40). i 60 min.) Na ordinatama osi - broj bioloških indikatora u eksperimentu. U svakom paru kolona lijevo - rezultati određivanja broja bioloških indikatora sa živim sporama kada su uzgajane u normalnom hranljivom mediju , desno - broj bioloških indikatora sa živim sporama kada su uzgajane u novom hranljivom mediju Broj bioloških indikatora sa živim sporama.

U predstavljenom na Sl. 3 podataka koristile su različite ekspozicije, uključujući i onu (20 min.), koja se preporučuje u odgovarajućem režimu. Može se primijetiti da je uz pomoć novog hranjivog medija, a ponekad čak i uz korištenje prethodnog, bilo moguće otkriti održive spore u biološkim indikatorima nakon autoklaviranja u trajanju od 20-60 min. Štaviše, čini se da je vrijeme autoklaviranja prikazano na Sl. 3, nije značajno uticalo na udio bioloških indikatora sa živim sporama.

Dobijeni rezultati analize bioloških indikatora nakon sterilizacije podstakli su nas da karakterišemo režime parne sterilizacije koji su prihvaćeni u Rusiji (Sl. 4). Prva dva načina rada izvedena su u aparatu VK-75, a treći i četvrti - u aparatu kompanije "MMM" (Njemačka). Podrazumijeva se da su svi uređaji za sterilizaciju korišteni u našim studijama bili u savršenom tehničkom stanju.

Rice. 4. Uticaj hranljive podloge na rezultate bakteriološke kontrole sterilizacije. Y-osa prikazuje broj bioloških indikatora u eksperimentu. Iznad svakog para kolona je naznačen početni broj spora u biološkim indikatorima. U svakom paru kolona lijevo - rezultati određivanja broja bioloških indikatora sa živim sporama kada su uzgajane u normalnom hranljivom mediju, desno - broj bioloških indikatora sa živim sporama kada su uzgajane u novom hranljivi medij. Zasjenjeni dio kolone je broj bioloških indikatora sa živim sporama. Načini sterilizacije dati su iznad kolona.

Lako je uočiti da nijedan od testiranih režima sterilizacije nije bio praćen potpunim oslobađanjem bioloških indikatora iz živih spora B. stearothermophilus, posebno kada se koristi nova hranljiva podloga. Treba napomenuti da se postotak bioloških indikatora sa živim sporama neznatno povećava ako se promatranje boje prethodnog hranjivog medija u termostatu provodi ne 48 sati, već 72 sata. (Sl. 5, prema Sl. 1 za soj VKM-718).

Rice. 5. Dinamika klijanja bioloških indikatora (10 5 , 10 6 , 10 7 spora u biološkim indikatorima) nakon autoklaviranja na 121 o C u trajanju od 30, 45, 60, 90 i 120 min. Za svaki uzorak uzeto je 25 bioloških indikatora. Klijavost bioloških indikatora je zabilježena nakon 18, 24, 48 i 72 sata od uzgoja na 55 o C. Trake označavaju broj bioloških indikatora sa živim sporama za dati period snimanja rezultata.

Upotreba nove hranljive podloge jasno ubrzava pojavu maksimalnog broja bioloških indikatora sa živim sporama nakon sterilizacije kada se kultivišu u termostatu na 55 o C (slika 6).

Rice. 6. Dinamika klijanja bioloških indikatora (10 5 ili 10 6 spora u biološkim indikatorima) nakon autoklaviranja (121 o C, 45 min.). Za svaki uzorak uzeto je 20 bioloških indikatora. Klijavost je zabilježena nakon 18, 24, 48 ili 120 sati. uzgoj na 55 o C u različitim hranljivim podlogama.

Pokazalo se da gasna sterilizacija formaldehidom (MMM, Njemačka) ne oslobađa biološke indikatore iz živih spora B. stearothermophilus (Sl. 7.)

Sterilizacija formaldehidom 75 o C - 10 min.




Rice. 7. Uticaj hranljive podloge na rezultate bakteriološke kontrole sterilizacije. Oznake u gornjem dijelu slike su iste kao na sl. 4. Dinamika rasta bioloških indikatora prikazana je u donjem dijelu slike. Ispod crtica je vrijeme kultivacije u danima. Oznake su iste kao na sl. pet.

Međutim, čini se da su rezultati sterilizacije formaldehidom, barem kada se koristi isti medij za kulturu, nešto bolji od rezultata kontrola sterilizacije parom.

U našim eksperimentima, spore u biološkim indikatorima su sušene direktno u Eppendorf epruvetama, dok su u američkim biološkim indikatorima (Attest) kompanije 3M spore sušene na trakama papira iu tom obliku unesene u plastične posude. koji su bili opremljeni ampulom sa obojenom hranljivom podlogom. Nakon sterilizacije, ampula se razbije jednostavnim pritiskom na tijelo indikatora, hranjivi medij se izlije na papir sa osušenim sporama, a zatim se, kultivacijom u termostatu, mogu fiksirati održive spore ako se boja podloge promijeni u žutu. Napravili smo neku vrstu Attest indikatora i razvili ih sa starim i novim hranjivim podlogama. Pokazalo se da je upotreba novog hranljivog medijuma značajno poboljšala rezultate biološkog indikatora sličnog Attest-u.

Dakle, u naše eksperimente smo, po pravilu, uvodili 120 bioloških indikatora (svako pakovanje sa biološkim indikatorima zauzimalo je zapreminu od oko 0,1 l) sa različitim početnim koncentracijama spora. Polovina indikatora je proučavana sa starom hranljivom podlogom, a druga polovina sa novom. U većini slučajeva, oni biološki indikatori koji su ispitivani na novom hranljivom mediju, nakon autoklaviranja, prvo su punjeni malom zapreminom tečnosti. Polovina ove zapremine je iskorišćena za setvu na hranljivi agar, a ostatku je dodata hranljiva podloga. Kultivacija je obavljena u termostatu na 55 o C. Izrasle kolonije su prebrojane.

Ova zapažanja poslužila su kao osnova za poređenje distribucije agar Petrijevih zdjela u smislu broja uzgojenih kolonija s teoretskom Poissonovom distribucijom (prisustvo posuda bez uzgojenih kolonija omogućilo je izračunavanje prosječne vrijednosti broja kolonija po jednoj tanjir, a zatim iz tabela odrediti teorijsku distribuciju i uporediti je sa uočenom u eksperimentu) . Polazili smo od stava da je zbir Poissonovih raspodjela također Poissonova raspodjela; proračuni su uključivali podatke o sve tri grupe bioloških indikatora (105, 106, 107). Dakle, bilo je 60 Petrijevih zdjela u svakoj grupi.

Iz podataka prikazanih na sl. 9., proizlazi da je za sve proučavane moduse raspodjela Petrijevih zdjelica prema broju uzgojenih kolonija odgovarala Poissonovoj raspodjeli. A to, zauzvrat, sugerira da su održive spore koje su preostale nakon sterilizacije bile odvojene cjeline neovisne jedna o drugoj. Izuzetak su bili podaci o režimu parne sterilizacije 121 o C - 45 min., gdje je teorijska kriva značajno odstupila od one dobijene u eksperimentu. U ovom potonjem slučaju, mora se priznati da su naznačena odstupanja posljedica formiranja grudica ili nakupina spora u biološkom indikatoru, koje se raspadaju na pojedinačne spore kada se sadržaj prosije na površinu agara. Na ovaj ili onaj način, ali nema sumnje da nakon sterilizacije pojedinačne spore ostaju održive u biološkim pokazateljima, dok velika većina spora umire. Barem se takva slika pojavljuje sa odabranim brojem bioloških indikatora smještenih u komori za sterilizaciju.

Rice. 9. Korespondencija stvarnih materijala (broj kolonija na agaru) pod različitim načinima sterilizacije parom i gasom sa distribucijom rijetkih i slučajnih događaja. Na y-osi je prikazan ukupan broj bioloških indikatora sterilizacije (zbir rezultata za tri grupe bioloških indikatora sa 10 5 , 10 6 i 10 7 spora). Abscisa prikazuje broj CFU (jedinica koje formiraju kolonije) uzgojenih na agaru nakon inokulacije biološkog indikatorskog materijala. Puna linija je stvarni podatak, isprekidana linija je izračunata linija u skladu sa distribucijom slučajnih i rijetkih događaja (odsustvo isprekidane linije na grafikonu ukazuje na podudarnost izračunatih i eksperimentalnih podataka).

Jedan od nevjerovatnih paradoksa je značajno odstupanje eksperimentalnih podataka od linearne ovisnosti logaritma broja spora u biološkim indikatorima o vremenu sterilizacije. Podaci o detekciji živih spora kasnije od početka sterilizacije uopšte nisu odgovarali preovlađujućim idejama. A podaci o češćem otkrivanju živih spora kasnije nego ranije, što je zabilježeno u nekim eksperimentima, nikako se nisu uklapali u svijest. Događalo se čak i kada nakon 15-minutnog izlaganja spore u biološkim indikatorima nisu bile održive, a nakon 45-minutne ekspozicije u istom eksperimentu su pronađene čak i pojedinačne, ali održive spore.

U ovom radu predstavljamo naše tumačenje procesa odumiranja spora tokom sterilizacije. Pretpostavka koja je ovdje predstavljena još uvijek nema dovoljno dokaza, ali objašnjava gore spomenuti paradoks.

Pretpostavljamo da zavisnost logaritma broja spora u biološkim indikatorima od vremena sterilizacije nije linearna, već valovita. Prema sl. 1 dali smo naše tumačenje zavisnosti logaritma broja spora od vremena sterilizacije, koristeći one prosječne vrijednosti broja spora u biološkim indikatorima koje su izračunate pomoću Poissonove distribucije (sl. 11, 12 ). Ali prvo, predstavljamo ovisnost zone za određivanje prosječnih vrijednosti o broju bioloških indikatora (slika 10).

Rice. 10. Opseg Poissonove distribucije za određivanje srednjih vrijednosti (m) za različit broj bioloških indikatora u grupi (brojevi u sredini slike).

Rice. 11. Uticaj parne sterilizacije u autoklavu VK-75 (121 o C bez vakuuma u komori za sterilizaciju) na vitalnost spora B. stearothermophilus, soja VK-718. Valovite krive - interpretacija stvarnih podataka. Y-osa prikazuje decimalni logaritam prosječne koncentracije spora u biološkom indikatoru, a apscisa prikazuje vrijeme sterilizacije (min.). Horizontalne linije ograničavaju opseg Poissonove distribucije za određivanje prosjeka.

Rice. 12. Uticaj parne sterilizacije u autoklavu VK-75 (121 o C bez vakuuma u sterilizacionoj komori) na vitalnost spora B. stearothermophilus, soj KK. Valovite krive - interpretacija stvarnih podataka. Y-osa prikazuje decimalni logaritam prosječne koncentracije spora u biološkom indikatoru, a apscisa prikazuje vrijeme sterilizacije (min.). Horizontalne linije ograničavaju opseg Poissonove distribucije za određivanje prosjeka.

Za određivanje prosječne vrijednosti potrebno je imati biološke indikatore bez živih spora, a za označavanje granica zone prosječnih vrijednosti potrebno je da barem jedan biološki indikator sadrži održive spore, ili, obrnuto, da najmanje jedan biološki indikator je bez živih spora. Iz poređenja različitih zona može se zaključiti da se povećanjem broja bioloških indikatora u najvećoj mjeri povećavaju mogućnosti donje zone, dok se njen gornji dio blago širi. Poissonova distribucija je tabelarno prikazana, a korištenjem navedenog se može izračunati neophodan broj bioloških indikatora, što omogućava nadu da će se nakon sterilizacije otkriti mnogo veći broj živih spora.

Predstavljanje stvarnih podataka valovitim krivuljama omogućava razumijevanje zašto se biološki indikatori sa živim sporama tako bizarno postavljaju na grafikonima u nekim eksperimentima. Uostalom, izbor tačaka na vremenskoj osi je slučajan, nije povezan sa obrascima smrti spora i ne uzima u obzir očekivanu valovitu prirodu. Štaviše, može se dogoditi da dno. dio talasa oko 15 min. može biti izvan mogućnosti detekcije živih spora u biološkim indikatorima (sa odabranim brojem njih), dok se kod duže ekspozicije izbor vremenske tačke poklopio sa gornjim dijelom vala i omogućio detekciju bioloških indikatora sa održive spore.

Vjerujemo da ovisnost između logaritma broja spora u biološkom indikatoru od vremena sterilizacije odražava prigušeni talasni autooscilatorni proces povezan s činjenicom da ne samo spore, već i okolni uvjeti određuju rezultat sterilizacija.

U sljedećoj tabeli sumirani su rezultati praćenja različitih vrsta sterilizacije korištenjem bioloških indikatora u uređajima koji se koriste u praktičnim medicinskim ustanovama prema režimima predviđenim postojećim standardima. Koristili smo puni ciklus sterilizacije, značajan broj bioloških indikatora, njihovu dugotrajnu kultivaciju nakon sterilizacije, stare i nove hranljive podloge.

Zbirna tabela rezultata biološke kontrole sterilizacije

№ p/n	Aparat za sterilizaciju				Sterilizacija		Biološki indikatori
	Ime	čvrsto- proizvođač, zemlja	godine pustiti	volumen sterilizirano- racionalno kamere	pogled	način rada	test- kulture	broj spor	broj indica- tori in sterilizacija	% od vitalni vlastiti sporova poslije sterilizacija
										običan hraniti. srijeda	novo hraniti. srijeda
1.	GK-100-ZM	Tjumenski pogon medicinska oprema, Rusija	1993	100 l	Steam	121 o C, 45 min.	B. stearo- themophilus	10 6	40	0	10
2.	«	«	«	«	«	«	«	«	40	10	25
3.	BK-75	«	«	75 l	«	«	«	3*10 5	120	20	45
4.	«	«	«	«	«	«	«	10 6	60	25	65
5.	«	«	«	«	«	«	«	10 5	80	25	75
								10 6	80	3	100
								10 7	80	13	100
6.	«	«	«	«	«	«	«	10 5	75	0	7
								10 6	75	0	8
								10 7	75	20	20
7.	«	«	«	«	«	«	«	10 5	75	0	12
								10 6	75	0	13
								10 7	75	20	22
8.	GK-100-ZM	«	«	100 l	«	«	«	10 5	40	15	20
								10 6	40	0	15
								10 7	40	0	35
9.	BK-75	«	1992	75 l	«	121 o C, 45 min.	«	10 5	40	0	5
								10 6	40	0	25
								10 7	40	0	25
10.	«	«	«	«	«	«	«	10 6	40	20	50
								10 7	40	5	60
11.	BK-75	«	1992	75 l	Steam	121 o C, 45 min.	B. stearo- themophilus	10 5	40	30	95
								10 6	40	50	90
								10 7	40	15	100
12.	«	«	«	«	«	«	«	10 4	40	35	75
								10 6	40	25	35
								10 7	40	50	40
13.	GK-100-3M**)	«	1988	100 l	«	«	«	10 5	40	10	10
								10 6	40	10	10
								10 7	40	10	15
14.	GK-100-3M**)	«	«	«	«	«	«	10 5	40	5	0
								10 6	40	0	10
								10 7	40	5	0
15.	GKD-560	"LAD" Rusija	1996	560 l	«	120 o C, 20 minuta.		10 5	40	10	5
								10 6	40	55	10
								10 7	40	65	55
16.	Securox	"MMM", Njemačka	1993	0,5 m 3	«	«	«	10 5	40	15	30
								10 6	40	20	45
17.	«	«	«	«	«	«	«	10 5	40	25	70
								10 6	40	10	75
18.	«	«	«	«	«	«	«	10 5	40	10	80
								10 6	40	0	80
								10 7	40	10	75
19.	Castle m/s 3622	SAD	1997	680 l	«	«	«	10 5	40	0	0
								10 6	40	0	5
								10 6*)	0	0	—
								10 7	40	0	0
20.	Selectomac	"MMM", Njemačka	1993	100 l	Steam	«	«	10 5	40	0	0
								10 6	40	0	10
								10 7	40	5	20
21.	GK-100-3M**)	Tyumen. w-d medooor., Rusija	1993	100 l	«	132 o C, 20 minuta.	«	10 5	40	0	0
								10 6	40	0	5
								10 7	40	10	0
22.	VK-75	«	1992	75 l	«	«	«	10 5	40	5	40
								10 6	40	5	60
								10 7	40	5	75
23.	Selectomac	"MMM", Njemačka	1993	100 l	Steam	134 o C, 5 minuta.	B. stearo- themophilus	10 5	40	0	0
								10 6	40	0	20
								10 7	40	5	10
24.	GKD-560	"LAD" Rusija	1996	560 l	Steam	134 o C, 5 minuta.	«	10 5	40	45	25
								10 6	40	50	35
								10 7	40	35	100
25.	Securex	"MMM", Njemačka	1993	500 l	«	«	«	10 5	40	20	55
								10 6	40	20	45
								10 7	40	10	70
26.	Castle m/s 3622	SAD	1997	680 l	«	134 o C, 10 min.	«	10 5	40	0	0
								10 6	40	0	20
								10 6*)	20	0	—
								10 7	40	20	25
27.	«	«	«	«	«	«	«	10 5	40	0	25
								10 6	40	5	15
								10 7	40	5	30
28.	combimak	"MMM", Njemačka	1993	70 l	Gas (formalno dehid)	75oC 10 min.	«	10 5	40	5	20
								10 6	40	10	45
								10 7	40	5	20

Bilješka:*) — Za kontrolu smo koristili Biosign biološke indikatore iz Castlea, koji sadrže brendirani hranljivi medij.
**) - Uoči testiranja isporučena je nova komora za sterilizaciju.

Najčešći simptom rezultata kontrole sterilizacije je da nije bilo moguće provjeriti da li su svi biološki indikatori sterilni na kraju vremena sterilizacije. Dakle, ova najvažnija kontrola svjedoči o neefikasnosti u prihvaćenom smislu sterilizacije i najpouzdanijoj sterilizaciji parom. Budući da se doza od 10 7 spora u biološkom indikatoru može prepoznati kao previsoka, preporučljivo je posebno razmotriti rezultate sterilizacijske kontrole sa biološkim indikatorima koji sadrže 10 5 i 10 6 spora. Prilikom upotrebe novog hranljivog medijuma, neki od bioloških indikatora nakon sterilizacije su u svim slučajevima sadržavali održive spore. Ako je korišten isti hranljivi medij, tada u tri slučaja, pri kontroli aparata VK-75 (30%), biološki indikatori nisu sadržavali održive spore. Češće su slični rezultati zabilježeni prilikom kontrole uređaja strane proizvodnje, a to može poslužiti kao pokazatelj kvalitativne superiornosti u odnosu na ruske autoklave.

Razlozi ovakvog stanja su nejasni, kao i mogući prijedlozi za poboljšanje sterilizacije. Što se tiče upotrebe indikatora sterilizacije papira, teško da treba računati na više od praćenja stanja nekih tehničkih karakteristika aparata za sterilizaciju, posebno na početku procesa. Potpuno oslanjanje na papirne indikatore može dovesti do lažnih zaključaka o efikasnoj sterilizaciji.

Do sada smo govorili o sudbini bioloških indikatora u procesu sterilizacije, koji možda ne odražavaju u svim slučajevima karakteristike stvarne sterilizacije medicinskih sredstava. Za sterilizaciju su kao „medicinski proizvodi“ uzeti komadi polivinilhloridnih epruveta dužine 1 cm, koji su nakon temeljitog pranja zasejani sporama B. stearothermophilus u zapremini od 0,02 ml, osušeni i podvrgnuti predsterilizacijskom čišćenju prokuvavanjem u 2 % rastvora sode 15 minuta. . Nakon ispiranja u sterilnoj destilovanoj vodi, segmenti epruvete su sledećeg dana sterilisani u vrećama (121 o C - 45 min), nakon čega je svaki segment stavljen u sterilnu Eppendorf epruvetu i napunjen hranljivim medijumom. Kultivacija segmenata je vršena u termostatu na 55 o C. Kontrolni segmenti su zasijani sporama, ali nisu bili podvrgnuti predsterilizacijskom tretmanu. Drugim riječima, u ovom eksperimentu imitirani su eksperimenti s biološkim indikatorima.

Dobijeni rezultati su zapanjujući svojim iznenađenjem - segmenti epruveta tretirani rastvorom sode na 100 o C su se nakon sterilizacije pokazali kao kontaminirani jer nisu bili podvrgnuti prethodnom čišćenju, koje trenutno zauzima značajno mjesto u tehnici sterilizacije. .

Rice. 13. Rezultati sterilizacije segmenata PVC cijevi nakon njihovog predsterilizacijskog čišćenja i bez njega. U svakom paru kolona na lijevoj strani - broj segmenata cijevi sa živim sporama kada se uzgajaju uobičajenim hranljivim medijumom, desno - sa novim hranljivim medijumom. Brojevi iznad kolona pokazuju broj spora B. stearothermophilus inicijalno nanesenih na unutrašnju površinu segmenata cijevi.

U drugom eksperimentu, komadi cijevi od silikonske gume veličine 1 cm, nakon temeljitog pranja u destilovanoj vodi, zasijani su sporama B. stearothermophilus, a zatim ostavljeni 1 sat na sobnoj temperaturi. Na kraju navedenog vremena, eksperimentalni segmenti 30 minuta. potopljeni u 0,2% rastvor dezinfekcionog sredstva "Septabic", segmenti su dobro isprani destilovanom vodom, osušeni na filter papiru. Kontrolni segmenti su zasijani sporama, ali nisu tretirani Septabicom. Sutradan su svi segmenti stavljeni u vrećice i sterilizirani u autoklavu (121 o C - 45 min.), nakon čega je svaki segment stavljen u Eppendorf epruvetu, napunjen hranljivim medijumom i kultivisan na 55 o C.

U eksperimentu (Sl. 14) rezultati ispitivanja su bili nešto bolji nego u prethodnom, budući da je i dalje postojala razlika u udjelu klijavih oglednih i kontrolnih presjeka cijevi od silikonske gume, ali te razlike nisu bile impresivne. U svakom slučaju, čak i nakon predsterilizacijskog čišćenja, sterilizacija maketa medicinskih uređaja pokazala se neefikasnom. I to unatoč činjenici da je mnogo lakše obraditi male komade cijevi nego velike i složene proizvode, gdje su moguća mjesta kontaminacije mikroorganizmima manje dostupna dezinfekcijskim otopinama.

Rice. 14. Rezultati sterilizacije segmenata silikonske cijevi nakon njihovog predsterilizacijskog čišćenja i bez njega. U svakom paru kolona na lijevoj strani - broj segmenata cijevi sa živim sporama kada se uzgajaju uobičajenim hranljivim medijumom, desno - sa novim hranljivim medijumom. Brojevi iznad crtica pokazuju broj spora B. stearothermophilus inicijalno nanesenih na unutrašnju površinu segmenata cijevi.

Zbog neobične prirode dobijenih rezultata, potrebno je osigurati da nisu napravljene tehničke greške. Ploče sa hranljivim agarom postavljene su kako u prostoriji tako iu haubi za laminarni protok, ali bakterije B. stearothermophilus nikada nisu izolovane, niti su izolovane iz hranljive podloge i drugih sastojaka koji su upotrebljeni (u svakom eksperimentu medij za kulturu i destilovana voda na 10 agara). ploče i 10 Eppendorf epruveta sa hranljivim medijumom, ali bezuspešno). Pretpostavka da se broj bakterija u biološkim pokazateljima povećava tokom sušenja nije potvrđena (poznato je da se B. stearothermophilus ne razmnožava na 37 o C).

Dakle, dobijeni rezultati su razočaravajući, ali ipak, barem za neke autore, očekivani. Od ogromne mase literature o termalnoj inaktivaciji bakterija spora, uključujući fundamentalna istraživanja, našem tumačenju je najbliža monografija Moonblitna, Talrozea i Trofimova, koji nisu postavljali eksperimente i koristili su samo literaturne podatke. Ovi autori su, držeći se objašnjenja termičke inaktivacije spora usled termičkog oštećenja vitalnih proteina i oštećenja subletalne membrane, izrazili zabrinutost u pogledu efikasnosti sterilizacije: „...standardni termički uslovi (120 o C, 30 min.) u nekim slučajevi ne pružaju visoku pouzdanost sterilizacije”, “... postoji fundamentalna opasnost od obnavljanja i reprodukcije u ljudskom tijelu mikroorganizama koji su proglašeni mrtvima. Prema našim podacima, čak i takvi obvezni i nepatogeni termofili kao što je B. stearothermophilus su sposobni za ograničenu reprodukciju na 37 o C, ako se u hranljivu podlogu doda ljudska krv.

Ne samo biološki indikatori su povremeno sadržavali održive spore nakon sterilizacije, već i modeli medicinskih uređaja kontaminiranih sporama. Štoviše, predsterilizacijska obrada maketa otopinom kipuće sode ili 0,2% otopine Septabic preparata nije bila popraćena dovoljnim učinkom - sterilizacija je bila neefikasna.

Sada je izazov razviti nove metode koje mogu garantovati efikasnost sterilizacije. Naše razumijevanje kinetike procesa sterilizacije omogućilo je testiranje novih metodoloških prijedloga, koji su se pokazali obećavajućima, ali zahtijevaju sveobuhvatnu provjeru.

zaključci

1. Distribucija rijetkih i nasumičnih događaja omogućava izračunavanje prosječnog broja spora po biološkom indikatoru za stanja kada je broj živih spora mali i one se ne nalaze u svakom indikatoru.

2. Ima dovoljno osnova za sumnju u linearnu prirodu odnosa između logaritma broja spora u biološkim indikatorima i vremena od početka sterilizacije. Vibilne spore su nađene u biološkim indikatorima čak i nakon 1-2 sata u autoklavu na regulisanoj temperaturi.

3. Kontrolni eksperimenti parne sterilizacije koristili su značajan broj bioloških indikatora, obojene podloge za rast visokih performansi i period inkubacije koji traje tjedan dana, što je u konačnici omogućilo otkrivanje održivih spora u biološkim indikatorima nakon sterilizacije češće nego inače iu gotovo većina načina rada koji se koriste u praksi.

4. Prilikom zasijavanja sadržaja bioloških indikatora nakon sterilizacije na gustu hranljivu podlogu, u nekim slučajevima nađene su pojedinačne kolonije B. stearothermophilus, au većini slučajeva raspodjela agar Petrijevih zdjelica prema broju kolonija tačno odgovara Poissonovoj distribucije, što je značilo da održive spore ne zavise jedna od druge i da su izolovane i nasumične.

5. U nekim eksperimentima postotak bioloških indikatora sa živim sporama nakon dugih perioda sterilizacije bio je veći od onog nakon kratkih perioda sterilizacije, što nije pronašlo zadovoljavajuće objašnjenje. Pretpostavili smo talasni karakter zavisnosti logaritma broja živih spora u biološkim indikatorima od vremena sterilizacije.

6. Kontrola sterilizatora instaliranih u praktičnim medicinskim ustanovama pokazala je da je u svim slučajevima jedan ili drugi dio bioloških indikatora sadržavao vitalne spore nakon sterilizacije, a vjerovatnoća nezadovoljavajućih rezultata analize indikatora pokazala se mnogo većom od one preporučene u standarde.

7. Eksperimentalna parna sterilizacija segmenata cijevi od sintetičkih materijala kontaminiranih sporama nakon predsterilizacijskog čišćenja rezultirala je detekcijom živih spora u više od polovine uzoraka, odnosno rezultatima sličnim onima dobivenim biološkim indikatorima.

8. Broj živih spora u biološkom indikatoru nakon sterilizacije je vjerovatnoća vrijednost, a njihovo otkrivanje, između ostalog, zavisi od broja indikatora u sterilizacionoj komori.

Književnost

1. Abramova I.M. Nova dostignuća u oblasti sterilizacije medicinskih sredstava. Slučaj dezinfekcije, 1998, br. 3, str. 25.
2. Bolshev A.N., Smirnov N.V. Tabele matematičke statistike. M., 1965.
3. Vaškov V.I. Antimikrobna sredstva i metode dezinfekcije zaraznih bolesti. M., 1977.
4. Guterman R.L. Sredstva kontrole termičke sterilizacije medicinskih proizvoda. Diss. cand. med. nauke. M., 1993.
5. Kashner D. Život mikroba u ekstremnim uslovima. M., 1981.
6. Levi M.I., Bessonova V.Ya., Livshits M.M. Upotreba obojenih podloga za kulturu u kontroli sterilizacije. Klinička laboratorijska dijagnostika, 1993, br. 2, str. 65-67.
7. Levi M.I. Analiza štetnih efekata parne i vazdušne sterilizacije. Posao dezinfekcije, 1996, br. 4, str. 58-63.
8. Levi M.I. Značaj kontrole sterilizacije papirnim indikatorima i biološkim testovima. Posao dezinfekcije, 1997, br. 3, str. 24-28.
9. Levi M.I., Suchkov Yu.G., Ruban G.I., Mishchenko A.V. Novi oblici bakterijskih testova za kontrolu različitih režima sterilizacije. Ibid, str. 29-33.
10. Levi M.I., Suchkov Yu.G., Livshits M.M. Optimizacija bioloških testova za kontrolu sterilizacije parom. Slučaj dezinfekcije, 1998, br. 2, str. 30-33.
11. Levi M.I. Numeričko određivanje vrijednosti D, vremena sterilizacije i izbor kontrolnih bioloških testova. Ibid, str. 34-42.
12. Smjernice za kontrolu parnih i vazdušnih sterilizatora. Ministarstvo zdravlja SSSR-a od 28. februara 1991. br. 15/6-5.
13. Moonblit V.Ya., Talroze V.L., Trofimov V.I. Termička inaktivacija mikroorganizama. M., 1985.
14. Ed. Ozeretskovsky N.A. i Ostanin G.I. Bakterijski i virusni terapijski i profilaktički lijekovi. Alergeni. Načini dezinfekcije i sterilizacije poliklinika. Sankt Peterburg, 1998.
15. Suchkov Yu.G., Levi M.I., Bessonova V.Ya. Novi termofilni soj za bakteriološku kontrolu parne sterilizacije (izvještaj 1), Dezinfekcija, 1996, br. 3, str. 28-33.
16. Biološki sistemi za ispitivanje sterilizatora - Dio 1: Opšti zahtjevi. Evropski standard, Nacrt pr EN 866-1.1995.
17. Farrell J., Rose A.N. uticaj temperature na mikroorganizme. U: Termobiologija, str. 147-218. Akad. press, London-New-York, 1967.
18. Graham G.S. Biološki indikatori za bolničku i industrijsku sterilizaciju, str. 54-72. U: "Sterilizacija medicinskog proizvoda". Džonson i Džonson. Moskva, 1991.
19. Greene V.W. Principi i praksa dezinfekcije, konzervacije i sterilizacije. Oksford, 1982.
20. Međunarodni standard ISO/DIS 14161. Sterilizacija proizvoda za zdravstvenu njegu — smjernice za odabir, upotrebu i interpretaciju rezultata. 1998.
21. McCormick P.J., Scoville J.R. - Patent SAD br. 4.743.537, 1988
22. Medicinska sredstva - Procjena populacije mikroorganizama na proizvodu. Dio 2 smjernice, pr EN 1174-2.1994
23. Russel A.D. Uništavanje spora bakterija. Akad. press, London-New-York, 1982.
24. Russel A.D. Osnovni aspekti otpornosti mikroba na hemijske i fizičke agense. U: "Sterilizacija medicinskog proizvoda", v. V, str. 22-42. Džonson i Džonson, 1991.
25. Sussman A., Halvorson H. Spore, njihovo mirovanje i klijanje. New-York-London, 1967.
26. Wicks J.H., Foltz W.E. Evropski patent br. 0414.968 A1, 1991
27. Zhuravleva V.I., Bolshedvorskaya Z.F. Evaluacija hranljivih podloga za uzgoj test mikroorganizama koji se koriste za kontrolu efikasnosti sterilizacije u autoklavima. Laboratorijsko poslovanje, 1988, br. 11, str. 63-64.
28. Kalinina N.M., Shilova S.V., Motina G.L., Chaikovskaya S.M. Proučavanje toplotne otpornosti kulture spora Vas. stearothermophilus koji se koristi za pripremu bioindikatora. Antibiotici, 1982, br. 2, str. 117-120.
29. Kalinina N.M., Motina G.L., Chaikovskaya S.M., Shilova S.V. Priprema bioindikatora za kontrolu efikasnosti procesa sterilizacije. Antibiotici, 1983, br. 10, str. 600-603.

Koriste se biološki indikatori - poznati mikroorganizmi koji su najotporniji na ovaj način obrade:

Spore Bacillus stearothermophilus za kontrolu efikasnosti autoklaviranja

Bacillus subtilis - za kontrolu sterilizacije suhom toplinom

Fizički i hemijski indikatori su supstance koje prolaze kroz vidljive promene (promena boje, agregatnog stanja, itd.) samo ako se poštuje ispravan način obrade.

Mikrobiološka kontrola predmeta koji se podvrgavaju sterilizaciji ne sprovodi se u svakodnevnoj praksi. Zamijenjena je indirektnom kontrolom – kontrolom rada sterilizatora.

Za provođenje mikrobiološke kontrole vrši se sjetva komada materijala, briseva sa steriliziranih predmeta na podloge koje omogućavaju otkrivanje aerobnih i anaerobnih bakterija, gljivica. Nedostatak rasta nakon 14 dana inkubacije u termostatu ukazuje na sterilnost subjekta

24. Definicija pojmova "dezinfekcija", "antiseptik". Osnovne metode dezinfekcije. Mikrobiološka kontrola efikasnosti dezinfekcije.

Dezinfekcija- dezinfekcija objekata životne sredine: uništavanje mikroorganizama patogenih za ljude i životinje uz pomoć hemikalija sa antimikrobnim svojstvima. Za razliku od sterilizacije, dezinfekcija dovodi do smrti većine, ali ne svih oblika mikroba i osigurava samo smanjenje mikrobne kontaminacije (kontaminacije), a ne i potpunu dezinfekciju predmeta.

Antiseptici- kompleks terapijskih i preventivnih mjera usmjerenih na uništavanje mikroorganizama koji mogu izazvati infektivni proces na oštećenim ili netaknutim dijelovima kože ili sluzokože, tretiranjem ih mikrobicidnim tvarima - antisepticima.

Za dezinfekciju se koriste fizičke i hemijske metode.

I. Fizičke metode.

Izloženost visokim temperaturama.

Vrenje. U sterilizatore u koje se sipa voda stavljaju se špricevi, mali hirurški instrumenti, stakalce i pokrovne stakalce, te neki drugi predmeti. Da bi se uklonila tvrdoća i povećala tačka ključanja, vodi se dodaje 1-2% rastvor natrijum bikarbonata. Kuvanje se izvodi najmanje 30 minuta. Kada se prokuvaju, neki virusi (na primjer, virus hepatitisa B) i bakterijske spore ostaju održive.

Pasterizacija se zasniva na antibakterijskom dejstvu temperature na vegetativne ćelije, ali ne i na spore bakterija. Materijal se zagrijava na temperaturi od 50-65°C 5-10 minuta, nakon čega slijedi brzo hlađenje. Obično se pasteriziraju pića i prehrambeni proizvodi (vino, pivo, sokovi, mlijeko itd.).

Izloženost jonizujućem zračenju.

Ultraljubičasto zračenje (UV) talasne dužine od 260-300 mikrona ima prilično izražen mikrobicidni efekat, međutim, neke vrste mikroba i spora su otporne na UV zračenje. Zbog toga UV zračenje ne može osigurati potpuno uništenje mikroflore - sterilizaciju objekta. UV tretman se obično koristi za delimičnu dezinfekciju (dezinfekciju) velikih objekata: površina objekata, prostorija, vazduha u medicinskim ustanovama, mikrobiološkim laboratorijama itd.

Gama zračenje ima izražen mikrobicidni učinak na većinu mikroorganizama, uključujući vegetativne oblike bakterija i spore većine vrsta, gljivica i virusa. Koristi se za sterilizaciju plastičnih posuđa i medicinskih instrumenata za jednokratnu upotrebu. Treba imati na umu da tretman gama zračenjem ne osigurava uništavanje infektivnih agenasa kao što su prioni.

II. Hemijske metode. To je tretman predmeta dezinficijensima - mikrobicidnim hemikalijama. Neki od ovih spojeva mogu imati toksični učinak na ljudski organizam, pa se koriste isključivo za liječenje vanjskih predmeta. Uobičajena sredstva za dezinfekciju su:

§ vodikov peroksid,

§ formaldehid,

§ fenoli (3-5% rastvor fenola, lizola ili karbonske kiseline),

§ jodofori.

Izbor dezinficijensa i njegova koncentracija ovise o materijalu koji se dezinficira. Dezinfekcija može biti dovoljna za dekontaminaciju samo medicinskih instrumenata koji ne prodiru kroz prirodne barijere organizma (laringoskopi, cistoskopi, ventilatori). Neke supstance (borna kiselina, mertiolat, glicerin) koriste se kao konzervansi za pripremu terapijskih i dijagnostičkih seruma, vakcina i drugih preparata.

25. Definicija pojma "kemoterapija". Glavne grupe hemoterapeutskih supstanci. Mehanizmi antimikrobnog djelovanja. hemoterapeutski indeks.

Hemoterapija- liječenje infektivnih i neoplastičnih bolesti hemijskim preparatima koji nisu produkti reakcije organizma i uzročnika.

Koriste se sljedeći lijekovi:

Preparati akridina (rivanol, tripaflavin, akricid, flavicid i dr.) - u slučaju piogenih bolesti će doći do upale. procesi ždrijela i nazofarinksa

Sulfanilamidi (streptocid, etazol, albucid, sulfadimetoksini itd.) - za piogene bolesti, tonzilitis, šarlah, erizipele, upalu pluća, dizenteriju, gonoreju, anaerobne infekcije itd.; mehanizam djelovanja je da su strukturni analozi para-aminobenzojeve kiseline, tj. su mikrobni antimetaboliti

Diaminopirimidini (trimetoprim, pirimetamin, tetroksoprim) su također antimetaboliti, koji zamjenjuju pirimidinske baze; širi spektar delovanja

Nitrofurani (furazolidon, furacilin, furadonin, furaginid) - za crijevne infekcije; blokiraju enzimske sisteme mikrobnih ćelija

Kinoloni (negrami, nitroksolin, ciprolet, itd.) - ometaju različite faze sinteze DNK mikrobnih ćelija

Azoli (kandid, nizoral, flukonazol, itd.) - antifungalni; mehanizmi djelovanja - inhibicija biosinteze sterola ćelijskog zida, inhibicija razgradnje. intracelularni procesi koji dovode do akumulacije vodikovog peroksida i oštećenja ćelijskih organela, inhibicije transformacije blastospora u invazivni micelij (rod Candida)

Antivirusna (interferon i interferonogeni, deoksiribonukleaza i ribonukleaza, benzamidazol i gvanidin, rimantadin, aciklovir itd.)

Antiblastomi (azotipriti, antimetaboliti, diepoksidi, itd.)

Antibiotici

Kemoterapeutski indeks (CI) jednak je količniku dijeljenja terapijske doze lijeka koji uništava patogen sa maksimalno podnošljivom dozom: CI = min terapijska doza / maksimalna podnošljiva doza. Ako je indeks manji od 1, lijek se može praktično koristiti; ako više, tada je unošenje lijeka u tijelo popraćeno toksičnim efektima. Takav lijek se ne smije koristiti za liječenje relevantnih infekcija.

Antimikrobno (antibakterijsko) djelovanje antibiotika mjereno u jedinicama djelovanja (ED) sadržanim u 1 ml otopine lijeka ili u 1 mg kemijski čiste tvari. Jedinica aktivnosti je minimalna količina antibiotika koja usporava rast standardnog soja određene vrste mikroorganizama u strogo određenim uslovima. 1 mg većine antibiotika sadrži 1000 jedinica (ali, na primjer, 1 mg benzilpenicilina sadrži 1670 jedinica, nistatina - najmanje 4000 jedinica).

Mehanizam djelovanja antibiotika- to su promjene u strukturi i metabolizmu i energiji mikroorganizama koje dovode do smrti mikroorganizama, obustave njihovog rasta i razmnožavanja:

1. Kršenje sinteze ćelijskog zida bakterije (penicilin, cefalosporini)

2. Inhibiraju sintezu proteina u ćeliji (streptomicin, tetraciklin, hloramfenikol)

3. Inhibiraju sintezu nukleinskih kiselina u mikrobnoj ćeliji (rifampicilin)

4. Inhibiraju enzimske sisteme (gramicidin)